Қос қабатты липидтік мембраналар

Кіріспе

Липид молекулаларының екі қабаты мембранасы

Липидтік қос қабат (немесе фосфолипидтік қос қабат) – липид молекулаларының екі қабатынан тұратын жұқа полярлық мембрана. Бұл мембраналар барлық жасушаларды қоршап тұратын үздіксіз кедергі құрайды. Көптеген организмдер мен вирустардың жасушалық мембраналары липидтік қос қабаттан тұрады, сондай-ақ жасуша ядросын қоршап тұрған ядролық мембрана және жасуша ішіндегі мембраналық органеллалардың мембраналары да осыдан тұрады. Липидтік қос қабат – иондарды, ақуыздарды және басқа молекулаларды қажетті жерде ұстап тұратын және олардың тиіс емес аймақтарға таралуын болдырмайтын кедергі. Липидтік қос қабаттар, ені бірнеше нанометрге дейін болса да, осы рөлге өте қолайлы, себебі олар суда ерігіш (гидрофильді) көптеген молекулаларға өткізбейді. Билайерлер иондарға өте тұрақты, бұл жасушаларға иондық сорғылар деп аталатын ақуыздар арқылы иондарды мембрана арқылы тасымалдау арқылы тұз концентрациясы мен pH деңгейін реттеуге мүмкіндік береді. Биологиялық қос қабаттар әдетте амфифильді фосфолипидтерден тұрады, олардың гидрофильді фосфат бас бөлігі және екі май қышқылы тізбегінен тұратын гидрофобтық құйрығы болады. Фосфолипидтердің белгілі бір бас топтары билайердің беткі химиясын өзгерте алады және жасуша мембраналарындағы басқа молекулалар үшін сигналдар мен «бекіткіштер» ретінде қызмет ете алады. Бас бөліктері сияқты, липидтердің құйрықтары да мембрана қасиеттеріне әсер етеді, мысалы, билайердің фазасын анықтайды. Билайер төмен температурада қатты гель тәрізді күйге енуі мүмкін, бірақ жоғары температурада сұйық күйге өтуі мүмкін, ал липидтердің құйрықтарының химиялық қасиеттері осы температураның қайсысында болатынына әсер етеді. Билайердегі липидтердің жиналуы оның механикалық қасиеттеріне, соның ішінде созылуға және иілуге төзімділігіне де әсер етеді. Осы қасиеттердің көптегені зертханада жасалған жасанды «модельдік» билайерлерді қолдану арқылы зерттелді. Модельдік билайерлерден жасалған везикулалар клиникалық тәжірибеде дәрі-дәрмектерді жеткізу үшін де қолданылған. Биологиялық мембраналардың құрамына билайерді құрайтын фосфолипидтерден басқа, әдетте бірнеше түрлі молекулалар кіреді. Жануарлар жасушаларындағы ерекше маңызды мысал – холестерин, ол билайерді нығайтуға және оның өткізгіштігін азайтуға көмектеседі. Холестерин сондай-ақ кейбір интегралды мембраналық ақуыздардың белсенділігін реттеуге көмектеседі. Интегралды мембраналық ақуыздар липидтік билайерге енген кезде ғана жұмыс істейді және олар сақина тәрізді липидтік қабықшаның көмегімен липидтік билайерге тығыз байланысады. Билайер жасушаның және оның бөлімшелерінің шекарасын анықтайтындықтан, осы мембраналық ақуыздар көптеген жасуша ішіндегі және жасушааралық сигналдасу процестеріне қатысады. Кейбір мембраналық ақуыздар екі билайерді біріктіру процесіне қатысады. Бұл бірігу екі түрлі құрылымның қосылуына мүмкіндік береді, мысалы, сперматозоидтың жұмыртқа клеткасын ұрықтандыру кезінде акросомалық реакция немесе вирус жасушаға енуі. Липидтік билайерлер нәзік және дәстүрлі микроскоппен көрінбейтіндіктен, оларды зерттеу қиын. Билайерлерді зерттеу үшін электронды микроскопия және атомдық күш микроскопиясы сияқты жетілдірілген техникалар қажет.

The lipid bilayer (or phospholipid bilayer) is a thin polar membrane made of two layers of lipid molecules. These membranes are flat sheets that form a continuous barrier around all cells. The cell membranes of almost all organisms and many viruses are made of a lipid bilayer, as are the nuclear membrane surrounding the cell nucleus, and membranes of the membrane bound organelles in the cell. The lipid bilayer is the barrier that keeps ions, proteins and other molecules where they are needed and prevents them from diffusing into areas where they should not be. Lipid bilayers are ideally suited to this role, even though they are only a few nanometers in width, because they are impermeable to most water soluble (hydrophilic) molecules. Bilayers are particularly impermeable to ions, which allows cells to regulate salt concentrations and pH by transporting ions across their membranes using proteins called ion pumps. Biological bilayers are usually composed of amphiphilic phospholipids that have a hydrophilic phosphate head and a hydrophobic tail consisting of two fatty acid chains. Phospholipids with certain head groups can alter the surface chemistry of a bilayer and can, for example, serve as signals as well as "anchors" for other molecules in the membranes of cells. Just like the heads, the tails of lipids can also affect membrane properties, for instance by determining the phase of the bilayer. The bilayer can adopt a solid gel phase state at lower temperatures but undergo phase transition to a fluid state at higher temperatures, and the chemical properties of the lipids' tails influence at which temperature this happens. The packing of lipids within the bilayer also affects its mechanical properties, including its resistance to stretching and bending. Many of these properties have been studied with the use of artificial "model" bilayers produced in a lab. Vesicles made by model bilayers have also been used clinically to deliver drugs. The structure of biological membranes typically includes several types of molecules in addition to the phospholipids comprising the bilayer. A particularly important example in animal cells is cholesterol, which helps strengthen the bilayer and decrease its permeability. Cholesterol also helps regulate the activity of certain integral membrane proteins. Integral membrane proteins function when incorporated into a lipid bilayer, and they are held tightly to the lipid bilayer with the help of an annular lipid shell. Because bilayers define the boundaries of the cell and its compartments, these membrane proteins are involved in many intra and inter cellular signaling processes. Certain kinds of membrane proteins are involved in the process of fusing two bilayers together. This fusion allows the joining of two distinct structures as in the acrosome reaction during fertilization of an egg by a sperm, or the entry of a virus into a cell. Because lipid bilayers are fragile and invisible in a traditional microscope, they are a challenge to study. Experiments on bilayers often require advanced techniques like electron microscopy and atomic force microscopy.

Құрылымы мен ұйымдастырылуы

Фосфолипидтер сумен қарымдасқанда, олар өзінен-өзі екі қабатты жапыраққа бірігіп, гидрофобтық құйрықтары жапырақтың ортасына қарай бағытталады. Бұл құрылым екі "жапырақшадан" тұрады, әрқайсысы бір молекулалық қабаттан құралған. Бұл екі қабаттың ортасында суға жақын дерлік жоқ және суда еритін қанттар мен тұздар сияқты молекулаларды қабылдамайды. Бұл құрастыру процесі гидрофобты молекулалардың жиналуымен (гидрофобтық эффект деп те аталады) қозғалады. Бұл күрделі процеске ван дер Ваальс күштері, электростатикалық және сутектік байланыстар сияқты ковалентті емес өзара әрекеттесулер кіреді.

Көлденең қима талдауы

Липидтік қос қабат өзінің бүйірлік өлшемдерімен салыстырғанда өте жұқа. Егер ересек сүтқоректінің жасушасының (диаметрі ~10 микрометр) мөлшерін қарбыздың (~1 фут/30 см) мөлшеріне дейін ұлғайтсақ, плазмалық мембрананы құрайтын липидтік қос қабат кеңсе қағазының қалыңдығындай болады. Қалыңдығы бірнеше нанометрді құраса да, қос қабат қимасы бойынша бірнеше ерекше химиялық аймақтардан тұрады. Бұл аймақтар мен олардың айналасындағы сумен өзара әрекеттесуі соңғы бірнеше он жылдықтар бойы рентгендік рефлектометрия, нейтронды шашырату және ядролық магниттік резонанс әдістерімен зерттелді. Қос қабаттың екі жағындағы алғашқы аймақ – гидрофильді бас тобы. Мембрананың бұл бөлігі толығымен гидратацияланған және әдетте 0,8-0,9 нм қалыңдыққа ие. Фосфолипидтік қос қабаттарда фосфат тобы осы гидратацияланған аймақта, гидрофобтық өзектен шамамен 0,5 нм қашықтықта орналасқан. Кейбір жағдайларда гидратацияланған аймақ одан да кеңейе алады, мысалы, үлкен ақуыз немесе ұзын қант тізбегі бас тобына қосылған липидтерде. Табиғаттағы мұндай модификацияның бір кең таралған мысалы – бактерияның сыртқы мембранасындағы липополисахаридтік қабықша, ол бактерияның айналасында су қабатын сақтап, дегидратацияның алдын алуға көмектеседі. Гидратацияланған аймақтың жанында толық гидратацияланбаған аралық аймақ орналасқан. Бұл шекаралық қабаттың қалыңдығы шамамен 0,3 нм. Осы қысқа аралықта су концентрациясы бас жағында 2М-ден құйрық (өзектік) жағында дерлік нөлге дейін төмендейді. Қос қабаттың гидрофобтық өзегінің қалыңдығы әдетте 3-4 нм құрайды, бірақ бұл көрсеткіш тізбектің ұзындығына және химиялық құрамына байланысты өзгереді. Өзектің қалыңдығы температураға, әсіресе фазалық өту кезінде айтарлықтай өзгеріске ұшырайды.

Асимметрия

Көптеген табиғи қос қабаттарда ішкі және сыртқы мембраналық жапырақшалардың құрамы әртүрлі болады. Адамның қызыл қан клеткаларының ішкі (цитоплазмалық) жапырағы негізінен фосфатидилэтаноламин, фосфатидилсерин және фосфатидилинозитол мен оның фосфорилендірілген туындыларынан тұрады. Ал сыртқы (клеткадан тыс) жапырақша фосфатидилхолин, сфингомиелин және түрлі гликолипидтерден құралған. Кейбір жағдайларда бұл асимметрия липидтердің жасушада қайда синтезделгеніне байланысты болады және олардың бастапқы бағытын көрсетеді. Липидтік асимметрияның биологиялық функциялары толыққанды түсінілмеген, бірақ оның бірнеше жағдайда қолданылатыны белгілі. Мысалы, жасуша апоптозға ұшырағанда, әдетте цитоплазмалық жапырақшада орналасқан фосфатидилсерин сыртқы бетке көшеді: онда ол өліп бара жатқан жасушаны белсенді түрде жоятын макрофагпен танылады. Липидтік асимметрия, кем дегенде, жартылай, фосфолипидтердің көпшілігі синтезделіп, бастапқыда ішкі моноқабатқа енгізілуінен туындайды: сыртқы моноқабатты құрайтындар ішкі моноқабаттан флиппазалар деп аталатын ферменттер класы арқылы тасымалданады. Басқа липидтер, мысалы, сфингомиелин сыртқы жапырақшада синтезделеді. Флиппазалар липидтерді тасымалдау молекулаларының үлкен отбасының мүшелері болып табылады, оған липидтерді қарама-қарсы бағытта тасымалдайтын флоппазалар және липидтердің екі қабатты бөлігін кездейсоқ түрде араластыратын скрамблазалар (апоптотикалық жасушалардағыдай) кіреді. Қалай болғанда да, липидтік асимметрия орнағаннан кейін, ол әдетте тез жойылмайды, себебі липидтердің жапырақшалар арасындағы спонтанды флип-флопы өте баяу болады. Бұл асимметрияны зертханада қос қабатты жүйелердің моделінде қайта жасауға болады. Кейбір өте кішкентай жасанды көпіршіктер автоматты түрде өзін сәл асимметриялық етеді, бірақ бұл асимметрияны тудыратын механизм жасушалардағыдан өте ерекшеленеді. Лангмуир-Блодгетт депозициясында немесе Лангмуир-Блодгетт пен көпіршік жарылу депозициясының комбинациясында екі түрлі моноқабатты пайдалану арқылы асимметриялық жазық қос қабатты синтездеуге болады. Бұл асимметрия уақыт өте келе жоғалуы мүмкін, өйткені қолдау көрсетілген қос қабаттардағы липидтер флип-флопқа бейім болуы мүмкін. Алайда, липидтік флип-флоп холестерин мен басқа да кіші молекулалармен салыстырғанда баяу жүреді. Липидтік моноқабаттардың ұйымдасуы және динамикасының байланысты екені хабарланды. Мысалы, бір моноқабатта кедергілерді енгізу екі моноқабатта да бүйірлік диффузияны баяулатуы мүмкін. Сұйық фазалық қос қабаттан айырмашылығы, гель фазалық қос қабаттағы липидтердің қозғалмалылығы төмен. Липидтік қос қабаттың фазалық мінез-құлқы негізінен көршілес липид молекулалары арасындағы тартымды Ван-дер-Ваальс өзара әрекеттесулерінің күшімен анықталады. Ұзын тізбекті липидтердің өзара әрекеттесетін аумағы көбірек, бұл өзара әрекеттесудің күшін арттырады және нәтижесінде липидтердің қозғалмалылығын төмендетеді. Осылайша, белгілі бір температурада қысқа тізбекті липид басқа бірдей ұзын тізбекті липидке қарағанда сұйық болады және осының нәтижесінде жергілікті шоғырланады немесе белсендіріледі. Көптеген аралас фазалы жүйелердің маңызды компоненттерінің бірі холестерин болып табылады, ол қос қабаттың өткізгіштігін, механикалық беріктігін және биохимиялық өзара әрекеттестіктерді реттейді.

In many naturally occurring bilayers, the compositions of the inner and outer membrane leaflets are different. In human red blood cells, the inner (cytoplasmic) leaflet is composed mostly of phosphatidylethanolamine, phosphatidylserine and phosphatidylinositol and its phosphorylated derivatives. By contrast, the outer (extracellular) leaflet is based on phosphatidylcholine, sphingomyelin and a variety of glycolipids. In some cases, this asymmetry is based on where the lipids are made in the cell and reflects their initial orientation. The biological functions of lipid asymmetry are imperfectly understood, although it is clear that it is used in several different situations. For example, when a cell undergoes apoptosis, the phosphatidylserine — normally localised to the cytoplasmic leaflet — is transferred to the outer surface: There, it is recognised by a macrophage that then actively scavenges the dying cell. Lipid asymmetry arises, at least in part, from the fact that most phospholipids are synthesised and initially inserted into the inner monolayer: those that constitute the outer monolayer are then transported from the inner monolayer by a class of enzymes called flippases. Other lipids, such as sphingomyelin, appear to be synthesised at the external leaflet. Flippases are members of a larger family of lipid transport molecules that also includes floppases, which transfer lipids in the opposite direction, and scramblases, which randomize lipid distribution across lipid bilayers (as in apoptotic cells). In any case, once lipid asymmetry is established, it does not normally dissipate quickly because spontaneous flip flop of lipids between leaflets is extremely slow. It is possible to mimic this asymmetry in the laboratory in model bilayer systems. Certain types of very small artificial vesicle will automatically make themselves slightly asymmetric, although the mechanism by which this asymmetry is generated is very different from that in cells. By utilizing two different monolayers in Langmuir Blodgett deposition or a combination of Langmuir Blodgett and vesicle rupture deposition it is also possible to synthesize an asymmetric planar bilayer. This asymmetry may be lost over time as lipids in supported bilayers can be prone to flip flop. However, it has been reported that lipid flip flop is slow compare to cholesterol and other smaller molecules. It has been reported that the organization and dynamics of the lipid monolayers in a bilayer are coupled. For example, introduction of obstructions in one monolayer can slow down the lateral diffusion in both monolayers. Unlike liquid phase bilayers, the lipids in a gel phase bilayer have less mobility. The phase behavior of lipid bilayers is determined largely by the strength of the attractive Van der Waals interactions between adjacent lipid molecules. Longer tailed lipids have more area over which to interact, increasing the strength of this interaction and, as a consequence, decreasing the lipid mobility. Thus, at a given temperature, a short tailed lipid will be more fluid than an otherwise identical long tailed lipid. and thus be locally concentrated or activated. One particularly important component of many mixed phase systems is cholesterol, which modulates bilayer permeability, mechanical strength, and biochemical interactions.

Жер бетінің химиясы

Липидтік құйрықтар негізінен екі қабаттың фазалық қасиеттерін реттейді, ал екі қабаттың беттік химиясын анықтайтыны бас тобы. Көптеген табиғи екі қабаттар негізінен фосфолипидтерден тұрады, бірақ сфинголипидтер және холестерин сияқты стеролдар да маңызды құрауыштар болып табылады. Фосфолипидтердің ең көп таралған бас тобы – фосфатидилхолин (ФХ), ол көптеген сүтқоректі жасушаларындағы фосфолипидтердің шамамен жартысын құрайды. Ал өсу аймағындағы ПС гидроксиапатит кристалдарының түзілуіне және одан кейінгі сүйек минералдануына қажет. ФХ-тан айырмашылығы, басқа бас топтарының кейбіреулері белгілі бір зарядты алып жүреді, бұл кішкентай молекулалардың екі қабатпен электростатикалық өзара әрекеттесуін өзгерте алады.

Құрастыру және бөлу

Биологиядағы липидтік екі қабаттың басты рөлі – сулы бөліктерді олардың қоршаған ортасынан бөлу. «Өзінен» және «өзгеден» арасын ажырататын қандай да бір тосқауыл болмаса, организм немесе тіршілік ұғымын анықтау өте қиын. Бұл тосқауыл барлық тірі организмдерде липидтік екі қабат түрінде кездеседі, тек бірнеше архея түрлері ғана арнайы бейімделген липидтік бір қабатты пайдаланады. Липидтік екі қабаттың бөлу қабілеті, гидрофильді молекулалардың гидрофобты екі қабаттың орталық бөлігінен оңай өте алмайтындығына негізделген, бұл туралы төменде екі қабат арқылы тасымалдау тақырыбында айтылған. Ядро, митохондрия және хлоропласттарда екі липидтік екі қабат бар, ал басқа субклеткалық құрылымдар бір липидтік екі қабатпен қоршалған (мысалы, плазмалық мембрана, эндоплазмалық ретикулум, Гольджи аппараты және лизосомалар). Organelle туралы бөлімді қараңыз. Прокариоттарда тек бір липидтік екі қабат – жасуша мембранасы (плазмалық мембрана деп те аталады) бар. Көптеген прокариоттарда жасуша қабырғасы да болады, бірақ жасуша қабырғасы липидтерден емес, ақуыздардан немесе ұзын тізбекті көмірсулардан тұрады. Ал эукариоттарда ядро, митохондрия, лизосомалар және эндоплазмалық ретикулумды қоса алғанда, әртүрлі органеллалар бар. Бұл субклеткалық бөліктерінің барлығы бір немесе бірнеше липидтік екі қабатпен қоршалған және олардың жиынтығы жасушадағы екі қабаттың көп бөлігін құрайды. Мысалы, бауыр гепатоциттерінде плазмалық мембрана жасушаның жалпы екі қабатты аумағының тек екі пайызын құрайды, ал эндоплазмалық ретикулумда елу пайыздан астам, ал митохондрияда тағы отыз пайызға жетеді. Бұл ақуыздардың кейбіреулері жасуша мембранасының сыртқы бетіне байланысқан. CD59 ақуызы осыған мысал, ол жасушаларды «өзінің» деп таниды және иммундық жүйе арқылы оларды жоюға кедергі келтіреді. АИТВ вирусы иммундық жүйеден қашу үшін иесінің мембранасынан осы ақуыздарды өз бетіне жабыстырады. Басқалары мембраналық ақуыздар екі қабатты толығымен тесіп өтеді және жасушаның сыртынан ішкі жағына сигналдарды жеткізуге қызмет етеді. Бұл типтегі ақуыздардың ең көп таралған класы – G белокпен байланысқан рецепторлар (GPCR). GPCR жасушаның қоршаған ортасын сезу қабілетінің көп бөлігі үшін жауапты және осы маңызды рөліне байланысты, қазіргі заманғы дәрілердің шамамен 40% GPCR-лерге бағытталған. Ақуыз және ерітінді арқылы жүзеге асырылатын процестерге қоса, липидтік екі қабаттар тікелей сигнал беруге қатысуы мүмкін. Фосфатидилсеринге байланысты фагоцитоз осыған классикалық мысал. Әдетте, фосфатидилсерин жасуша мембранасында асимметриялық түрде таралады және тек ішкі бетінде ғана болады. Бағдарламаланған жасуша өлімі кезінде скрамблаза деп аталатын ақуыз осы таралуды теңестіреді, фосфатидилсеринды жасушадан тыс екі қабат бетінде көрсетеді. Фосфатидилсериннің болуы фагоцитозды іске қосып, өлі немесе өліп бара жатқан жасушаны жояды.

The primary role of the lipid bilayer in biology is to separate aqueous compartments from their surroundings. Without some form of barrier delineating “self” from “non self”, it is difficult to even define the concept of an organism or of life. This barrier takes the form of a lipid bilayer in all known life forms except for a few species of archaea that utilize a specially adapted lipid monolayer. The partitioning ability of the lipid bilayer is based on the fact that hydrophilic molecules cannot easily cross the hydrophobic bilayer core, as discussed in Transport across the bilayer below. The nucleus, mitochondria and chloroplasts have two lipid bilayers, while other sub cellular structures are surrounded by a single lipid bilayer (such as the plasma membrane, endoplasmic reticula, Golgi apparatus and lysosomes). See Organelle. Prokaryotes have only one lipid bilayer the cell membrane (also known as the plasma membrane). Many prokaryotes also have a cell wall, but the cell wall is composed of proteins or long chain carbohydrates, not lipids. In contrast, eukaryotes have a range of organelles including the nucleus, mitochondria, lysosomes and endoplasmic reticulum. All of these sub cellular compartments are surrounded by one or more lipid bilayers and, together, typically comprise the majority of the bilayer area present in the cell. In liver hepatocytes for example, the plasma membrane accounts for only two percent of the total bilayer area of the cell, whereas the endoplasmic reticulum contains more than fifty percent and the mitochondria a further thirty percent. Some of these proteins are linked to the exterior of the cell membrane. An example of this is the CD59 protein, which identifies cells as “self” and thus inhibits their destruction by the immune system. The HIV virus evades the immune system in part by grafting these proteins from the host membrane onto its own surface. Alternatively, some membrane proteins penetrate all the way through the bilayer and serve to relay individual signal events from the outside to the inside of the cell. The most common class of this type of protein is the G protein coupled receptor (GPCR). GPCRs are responsible for much of the cell's ability to sense its surroundings and, because of this important role, approximately 40% of all modern drugs are targeted at GPCRs. In addition to protein and solution mediated processes, it is also possible for lipid bilayers to participate directly in signaling. A classic example of this is phosphatidylserine triggered phagocytosis. Normally, phosphatidylserine is asymmetrically distributed in the cell membrane and is present only on the interior side. During programmed cell death a protein called a scramblase equilibrates this distribution, displaying phosphatidylserine on the extracellular bilayer face. The presence of phosphatidylserine then triggers phagocytosis to remove the dead or dying cell.

Қасиеттеу әдістері

Липидтік қос қабатты зерттеу өте қиын, себебі ол өте жұқа әрі көмірсіз. Осы шектеулерге қарамастан, соңғы жетпіс жыл ішінде оның құрылымын және қызметін зерттеуге мүмкіндік беретін ондаған техникалар жасалған.

Электрлік өлшеулер

Электр өлшеулер – екі қабаттың маңызды функциясын сипаттаудың тікелей жолы: оның ерітіндіштегі иондар ағынын бөліп ұстау және тоқтату қабілеті. Екі қабатқа кернеу қолданып, нәтижедегі токты өлшеу арқылы екі қабаттың кедергісі анықталады. Бұл кедергі әдетте өте жоғары болады (108 Ом см2 немесе одан да көп), себебі гидрофобтық ядро зарядталған бөлшектерге өткізбейді. Тіпті бірнеше нанометрлік саңылаулардың пайда болуы ток күшін күрт арттырады. Бұл жүйенің сезімталдығы соншалық, тіпті жеке иондық каналдардың да әрекетін анықтауға болады.

Флуоресценттік микроскопия

Липидтік қос қабатты дәстүрлі микроскоппен көру мүмкін емес, себебі ол тым жұқа, сондықтан зерттеушілер көбінесе флуоресценциялық микроскопияны пайдаланады. Үлгі бір толқын ұзындығымен қоздырылып, екінші толқын ұзындығында қарастырылады, осылайша қоздыру және шығарылым спектрі сәйкес келетін флуоресцентті молекулалар ғана көрінеді. Табиғи липидтік қос қабат флуоресцентті емес, демек, кем дегенде бір флуоресцентті бояу қос қабаттың кейбір молекулаларына бекітілуі керек. Ажыратым қабілеті әдетте бірнеше жүз нанометрмен шектеледі, бұл, өкінішке орай, липидтік қос қабаттың қалыңдығынан әлдеқайда артық.

Электрондық микроскопия

Электрондық микроскопия жоғары ажыратылымды кескін ұсынады. Электрондық микроскопта, дәстүрлі микроскопиядағы жарық сәулесінің орнына, шоғырланған электрондар сәулесі сынамамен өзара әрекеттеседі. Жедел мұздату техникаларымен қатар, электрондық микроскопия жасуша ішіндегі және жасушааралық тасымалдау механизмдерін зерттеу үшін де қолданылды, мысалы, экзоциттік көпіршіктердің синапстардағы химиялық заттарды босату құралы екенін көрсету үшін.

Ядролық магниттік резонанс спектроскопиясы

31P ЯМР (ядролық магниттік резонанс) спектроскопиясы фосфолипидтік екі қабаттарды және табиғи жағдайлардағы биологиялық мембраналарды зерттеу үшін кеңінен қолданылады. Липидтердің 31P ЯМР спектрлерін талдау липидтік екі қабаттың тығыздығы, фазалық өтулер (гель фазасы, физиологиялық сұйық кристалдық фазасы, толқынды фазалар, екі қабат емес фазалар), липид бас тобының бағдары/динамикасы, сондай-ақ таза липидтік екі қабаттың серпімді қасиеттері және ақуыздар мен басқа да биомолекулалардың байланысу нәтижесінде туындайтын өзгерістер туралы мол ақпарат бере алады.

Атомдық күш микроскопиясы

[[Файл:Қосалқыландырылған липидтік билайер және нанобөлшектер AFM. png|сол жақта|қысқартылған|250px|3D бейнеленген AFM суреттері, қолдаушы липидтік билайердегі трансмембраналық тесіктердің (саңылаулардың) қалыптасуын және қолдаушы билайерлердегі фазалық өтулерді көрсетеді. Тағы бір артықшылығы - AFM липидтерді флуоресценттік немесе изотоптық таңбалауды қажет етпейді, себебі зонд ұшы билайер бетімен механикалық түрде өзара әрекеттеседі. Осының арқасында бір сканда липидтерді және олармен байланысты белоктарды, кейде тіпті жеке молекулалық ажыратымдылықпен бейнелеуге болады. AFM липидтік билайерлердің механикалық сипаттамаларын зерттеуге де мүмкіндік береді.

Екілік поляризациялық интерферометрия

Липидтік қос қабаттар жоғары деңгейдегі екі сынуға ие, онда қабаттың жазықтығындағы сындыру көрсеткіші перпендикуляр бағытқа қарағанда 0,1 сындыру көрсеткіші бірлігіне дейін өзгеше болуы мүмкін. Бұл, ақуыз өзара әрекеттесу механизмдерін түсіну үшін, қос поляризациялық интерферометрияны қолдана отырып, қос қабаттардағы реттілік пен бұзылу деңгейін сипаттауға пайдаланылды.

Кванттық химиялық есептеулер

Липидтік қос қабаттар көптеген еркіндік дәрежелері бар күрделі молекулалық жүйелер болып табылады. Сондықтан, мембрананың атомдық деңгейдегі модельдеуі, әсіресе оның қасиеттерін ab initio әдісімен есептеу қиын және есептеу ресурстарын көп қажет етеді. Жақында липидтік мембраналардың дипольдық және квадрупольдық моменттерін анықтау үшін кванттық-химиялық есептеулер сәтті жүргізілді.

Пассивті диффузия

Полярлық молекулалардың көпшілігі липидтік екі қабаттың көмірсутекті ядросында нашар ериді, соның салдарынан екі қабат арқылы өту коэффициенттері төмен болады. Бұл әсер, әсіресе зарядталған бөлшектерде айқын байқалады, олардың өту коэффициенттері бейтарап полярлық молекулаларға қарағанда тіпті төмен. Аниондар, әдетте, катиондарға қарағанда екі қабат арқылы диффузияның жылдамдығы жоғары болады. Иондармен салыстырғанда, су молекулалары екі қабат арқылы салыстырмалы түрде үлкен өткізгіштікке ие, бұл осмостық ісіну арқылы көрінеді. Ішкі тұз концентрациясы жоғары жасуша немесе везикула, тұз концентрациясы төмен ерітіндіге қойылса, ісіп, соңында жарылады. Су екі қабат арқылы салыстырмалы түрде оңай өтпесе, мұндай нәтиже байқалмайды. Судың екі қабат арқылы аномальды түрде жоғары өткізгіштігі әлі толыққанды түсіндірілмеген және осы мәселе бойынша пікірталас жалғасуда. Кішкентай зарядталмаған аполярлы молекулалар липидтік екі қабат арқылы иондар мен суға қарағанда бірнеше есе жылдам диффузиялайды. Бұл майларға да, хлороформ және эфир сияқты органикалық еріткіштерге де қатысты. Полярлық қасиеттеріне қарамастан, ірі молекулалар кішкентай молекулаларға қарағанда липидтік екі қабат арқылы баяу диффузиялайды. сол жақта|thumb|250px|Калий иондарының арнасының құрылымы. Альфа-спиральдар екі қабатқа (қызыл және көк сызықтармен белгіленген шекаралар) еніп, калий иондарының ағып өтуіне арналған тесік құрайды.

Эндоцитоз және экзоцитоз

Кейбір молекулалар немесе бөлшектер липидтік екі қабаттан өту үшін тым үлкен немесе тым гидрофильді болып табылады. Басқа молекулалар екі қабаттан өтуі мүмкін, бірақ оларды өте көп мөлшерде жылдам тасымалдау қажет болғандықтан, каналдық тасымалдау тиімсіз. Екі жағдайда да, мұндай жүктер жасуша мембранасы арқылы көпіршіктердің бірігуі немесе бүршікленуі арқылы тасымалданады. Егер жасуша ішінде көпіршік пайда болып, плазмалық мембранамен бірігіп, оның құрамын жасушадан тыс кеңістікке шығарса, бұл процесс экзоцитоз деп аталады. Кері процесте жасуша мембранасының бір бөлігі ішке қарай бүгіліп, ақырында жасушадан тыс сұйықтықтың бір бөлігін қамтиып, оны жасушаға тасымалдау үшін бөлінеді. Эндоцитоз бен экзоцитоз жұмыс істеу үшін өте әртүрлі молекулалық механизмдерге тәуелді, бірақ екі процесс тығыз байланысты және бірінсіз бірі жұмыс істей алмайды. Бұл өзара тәуелділіктің негізгі механизмі - липидтік материалдың көп мөлшері. Типик жасушада, бүкіл плазмалық мембранаға тең екі қабатты аумақ эндоцитоз/экзоцитоз циклы арқылы шамамен жарты сағат ішінде өтеді. Егер бұл екі процесс бір-бірімен теңгерімде болмаса, жасуша тым үлкенге дейін кеңейіп, басқаруға келмейтіндей болады немесе жақын уақыт ішінде плазмалық мембранасын толығымен жоғалтады. thumb|right|210px|Адамның Salmonella 3,10:r: патогендерінің тауық ішегінің макрофаг жасушаларының плазмалық мембранасына орналасуы, иесі мен патоген арасындағы сигналдасу үшін сыртқы мембраналық көпіршіктердің (MV) ісінген периплазмалық қалталардан (p) экзоцитозы. Прокариоттардағы экзоцитоз: Мембраналық везикулярлық экзоцитоз, мембраналық везикулярлық трафик ретінде танымал, 2013 жылы Нобель сыйлығын жеңіп алған процесс, дәстүрлі түрде эукариоттық жасушалардың құқығы ретінде қарастырылады. Алайда, грам-теріс микроорганизмдер шығаратын, бактериялық сыртқы мембраналық көпіршіктер деп белгілі нано-көпіршіктердің бактериялық сигнал молекулаларын қабылдаушы немесе мақсатты жасушаларға жеткізіп, секрециялайтын микроорганизмге пайдалы бірнеше процестерді жүзеге асыратындығы анықталғаннан кейін бұл аңыз жоққа шығарылды, мысалы, қабылдаушы жасушаға ену және микроорганизмнің ортамен өзара әрекеттесуі.

Some molecules or particles are too large or too hydrophilic to pass through a lipid bilayer. Other molecules could pass through the bilayer but must be transported rapidly in such large numbers that channel type transport is impractical. In both cases, these types of cargo can be moved across the cell membrane through fusion or budding of vesicles. When a vesicle is produced inside the cell and fuses with the plasma membrane to release its contents into the extracellular space, this process is known as exocytosis. In the reverse process, a region of the cell membrane will dimple inwards and eventually pinch off, enclosing a portion of the extracellular fluid to transport it into the cell. Endocytosis and exocytosis rely on very different molecular machinery to function, but the two processes are intimately linked and could not work without each other. The primary mechanism of this interdependence is the large amount of lipid material involved. In a typical cell, an area of bilayer equivalent to the entire plasma membrane will travel through the endocytosis/exocytosis cycle in about half an hour. If these two processes were not balancing each other, the cell would either balloon outward to an unmanageable size or completely deplete its plasma membrane within a short time. thumb|right|210px|Exocytosis of outer membrane vesicles (MV) liberated from inflated periplasmic pockets (p) on surface of human Salmonella 3,10:r: pathogens docking on plasma membrane of macrophage cells (M) in chicken ileum, for host pathogen signaling in vivo. Exocytosis in prokaryotes: Membrane vesicular exocytosis, popularly known as membrane vesicle trafficking, a Nobel prize winning (year, 2013) process, is traditionally regarded as a prerogative of eukaryotic cells. This myth was however broken with the revelation that nanovesicles, popularly known as bacterial outer membrane vesicles, released by gram negative microbes, translocate bacterial signal molecules to host or target cells to carry out multiple processes in favour of the secreting microbe e. g., in host cell invasion and microbe environment interactions, in general.

Электропорация

Электропорация – мембранаға үлкен жасанды электр өрісін қолдану арқылы екі қабатты өткізгіштіктің жылдам жоғарылауы. Эксперименттік жағдайда электропорация гидрофильді молекулаларды жасушаларға енгізу үшін қолданылады. Бұл әсіресе ДНК сияқты ірі, жоғары зарядталған молекулалар үшін тиімді әдіс, себебі олар гидрофобты екі қабаттың ортасында пассивті түрде таралмайды. Осы себепті электропорация бактериялық трансформация және трансфекцияның маңызды әдістерінің бірі болып табылады. Найтзағайдың шарабынан туындаған электропорация табиғи гендердің көлденең таралу механизмі болуы мүмкін деген болжам да бар. Өткізгіштіктің жоғарылауы негізінен иондар мен басқа да гидратацияланған бөлшектердің тасымалына әсер етеді, бұл мембранада нанометрлік масштабтағы сумен толтырылған тесіктердің қалыптасуын көрсетеді. Электропорация мен диэлектрлік бұзылудың екеуі де электр өрісін қолдану нәтижесінде туындаса да, олардың механизмдері түбірінен өзгеше. Диэлектрлік бұзылу кезінде кедергі жасайтын материал иондалады, арқасында өткізгіш жол құрылады. Материалдың өзгеруі химиялық сипатта болады. Керісінше, электропорация кезінде липид молекулалары химиялық тұрғыдан өзгере қоймайды, тек орналасқан жерін ауыстырып, сумен толтырылғанда екі қабат арқылы өткізгіштікке мүмкіндік беретін тесік ашады.

Механика

thumb|280px|Сұлба липидтердің тесіктің шетіндегі екі мүмкін конформациясын көрсетеді. Жоғарыдағы суретте липидтер қайта орналаспаған, сондықтан тесік қабырғасы гидрофобты. Төмендегі суретте липидтердің бас жағының бір бөлігі иілген, сондықтан тесік қабырғасы гидрофильді. Липидтік екі қабаттар – сұйықтар мен қатты денелердің кейбір механикалық қасиеттеріне ие болатын жеткілікті үлкен құрылымдар. Алаңды сығу модулі Ka, иілу модулі Kb және шеттік энергия оларды сипаттау үшін қолданылуы мүмкін. Қатты липидтік екі қабаттардың сонымен қатар серпімділік модулі бар, бірақ кез келген сұйықтық сияқты, сұйық екі қабаттар үшін серпімділік модулі нөлге тең. Бұл механикалық қасиеттер мембрананың қызмет етуіне әсер етеді. Ka және Kb ақуыздар мен кіші молекулалардың екі қабатқа ену қабілетіне әсер етеді, ал екі қабаттың механикалық қасиеттері механикалық түрде белсендірілген иондық каналдардың жұмысын өзгертетіні дәлелденді. Екі қабаттың механикалық қасиеттері клетканың жыртылмай қандай күштерге төтеп бере алатынын да анықтайды. Липидтік екі қабат оңай иіліп қалуы мүмкін, бірақ олардың көпшілігі жарылу алдында бірнеше пайызға дейін созылуға шыдамайды. Құрылым және ұйым бөлімінде айтылғандай, липидтік құйрықтардың судағы тартылысы липидтік екі қабатты бірге ұстап тұратын негізгі күш болып табылады. Сондықтан, екі қабаттың серпімділік модулі негізінен липид молекулалары бір-бірінен алыстағанда суға қаншалықты қосымша алаң ашылатынымен анықталады. Осы күштерді түсінуді ескере отырып, зерттеулер Ka осмостық қысыммен күшті өзгеретінін, бірақ құйрықтың ұзындығы мен қанықпауымен әлсіз өзгеретінін көрсеткеніне таңқаларлық емес. Ka екі қабатты созу үшін қанша энергия қажет екенін өлшейтін шама, ал Kb екі қабатты иілу немесе бүгу үшін қанша энергия қажет екенін өлшейтін шама. Формальды түрде иілу модулі мембрананы оның ішкі қисықтығынан басқа қисықтыққа деформациялау үшін қажетті энергия ретінде анықталады. Ішкі қисықтық бас тобының диаметрі мен құйрық тобының диаметрі арақатынасымен анықталады. Екі құйрықты PC липидтері үшін бұл қатынас бірге жуық, сондықтан ішкі қисықтық нөлге жуық. Егер белгілі бір липидтің ішкі қисықтығы нөлден тым үлкен болса, ол екі қабатты қалыптастырмайды және мицеллалар немесе инвертті мицеллалар сияқты басқа фазаларды қалыптастырады. Галактолипидтерге бай тилакоид мембраналарынан жасалған аралас липидтік ламелді липосомаларға сахароза сияқты шағын гидрофильді молекулаларды қосу екі қабатты мицелдік фазаға тұрақсыздандырады. Әдетте, Kb эксперименттік түрде өлшенбейді, керісінше Ka және екі қабаттың қалыңдығын өлшеуден есептеледі, өйткені үш параметр өзара байланысты. – екі қабатты жыртып немесе оның ішінде тесік жасап, екі қабаттың шетін суға ашу үшін қажетті энергия мөлшерін өлшейтін шама. Бұл энергияның себебі – мұндай интерфейсті құру липидтік құйрықтардың бір бөлігін суға ашу, бірақ осы шекаралық липидтердің нақты бағыты белгісіз. Гидрофобтық (құйрықтары тік) және гидрофильдік (бастары иілген) тесіктердің бірге өмір сүре алатыны туралы кейбір дәлелдер бар.

thumb|280px|Schematic showing two possible conformations of the lipids at the edge of a pore. In the top image the lipids have not rearranged, so the pore wall is hydrophobic. In the bottom image some of the lipid heads have bent over, so the pore wall is hydrophilic. Lipid bilayers are large enough structures to have some of the mechanical properties of liquids or solids. The area compression modulus Ka, bending modulus Kb, and edge energy , can be used to describe them. Solid lipid bilayers also have a shear modulus, but like any liquid, the shear modulus is zero for fluid bilayers. These mechanical properties affect how the membrane functions. Ka and Kb affect the ability of proteins and small molecules to insert into the bilayer, and bilayer mechanical properties have been shown to alter the function of mechanically activated ion channels. Bilayer mechanical properties also govern what types of stress a cell can withstand without tearing. Although lipid bilayers can easily bend, most cannot stretch more than a few percent before rupturing. As discussed in the Structure and organization section, the hydrophobic attraction of lipid tails in water is the primary force holding lipid bilayers together. Thus, the elastic modulus of the bilayer is primarily determined by how much extra area is exposed to water when the lipid molecules are stretched apart. It is not surprising given this understanding of the forces involved that studies have shown that Ka varies strongly with osmotic pressure but only weakly with tail length and unsaturation. In contrast to Ka, which is a measure of how much energy is needed to stretch the bilayer, Kb is a measure of how much energy is needed to bend or flex the bilayer. Formally, bending modulus is defined as the energy required to deform a membrane from its intrinsic curvature to some other curvature. Intrinsic curvature is defined by the ratio of the diameter of the head group to that of the tail group. For two tailed PC lipids, this ratio is nearly one so the intrinsic curvature is nearly zero. If a particular lipid has too large a deviation from zero intrinsic curvature it will not form a bilayer and will instead form other phases such as micelles or inverted micelles. Addition of small hydrophilic molecules like sucrose into mixed lipid lamellar liposomes made from galactolipid rich thylakoid membranes destabilises bilayers into micellar phase. Typically, Kb is not measured experimentally but rather is calculated from measurements of Ka and bilayer thickness, since the three parameters are related. is a measure of how much energy it takes to expose a bilayer edge to water by tearing the bilayer or creating a hole in it. The origin of this energy is the fact that creating such an interface exposes some of the lipid tails to water, but the exact orientation of these border lipids is unknown. There is some evidence that both hydrophobic (tails straight) and hydrophilic (heads curved around) pores can coexist.

Құрылыс

right|thumb|280px| Липидтік везикулалардың бірігуінің иллюстрациясы, екі мүмкін нәтиже көрсетілген: жартылай бірігу және толық бірігу. Жартылай бірігуде сыртқы екі қабатты жапырақтар ғана араласады. Толық бірігуде екі жапырақ та, ішкі мазмұны да араласады. Бірігу – екі липидтік екі қабаттың бірігіп, бір байланысқан құрылымға айналатын процесі. Егер бұл бірігу екі қабаттың екі жапырағы арқылы толығымен жүрсе, сумен толтырылған көпір пайда болады және екі қабаттың ерітінділері араласа алады. Егер әрбір екі қабаттан бір ғана жапырақ бірігу процесіне қатысса, онда екі қабат жартылай біріктірілген деп айтылады. Бірігу көптеген жасушалық процестерге, әсіресе эукариоттарға қатысады, себебі эукариоттық жасуша липидтік екі қабатты мембраналармен кеңінен бөлінген. Экзоцитоз, жұмыртқаның спермамен ұрықтандырылуы, лизосомаға қалдықтардың тасымалдануы – эукариоттық процестердің көптеген түрлеріне байланысты. Тіпті патогендердің енуі де бірігу арқылы басқарылуы мүмкін, өйткені көптеген екі қабатты вирустар жаңақ жасушасына ену үшін арнайы бірігу ақуыздарына ие. Бірігу процесінде төрт негізгі қадам бар. Кальцийдің организмдегі маңызды рөлдерінің бірі – мембраналық бірігуді реттеу. Үшіншіден, екі қабаттың арасындағы бір нүктеде тұрақсыздану пайда болып, олардың құрылымын жергілікті бұзады. Бұл бұрмалаудың нақты сипаты белгісіз. Бір теория бойынша екі қабаттың арасында өте иілген «сабақ» пайда болуы керек. Бұл теорияны жақтаушылар фосфатидилэтаноламиннің, яғни өте иілген липидтің, бірігуді қалай ынталандыратынын түсіндіреді деп есептейді. Соңында, бірігудің соңғы сатысында бұл нүктелік ақау өсіп, екі қабаттың құрамдас бөліктері араласады және контактілік нүктеден таралады. left|thumb|420px| Сабақ пайда болу арқылы бірігу процесінің схемалық иллюстрациясы. right|thumb|330px| Экзоцитоз үшін везикуланы бекітуде SNARE ақуыздарының әрекетін көрсететін диаграмма. Везикула мен мақсатты мембранадағы ақуыздың толықтыратын нұсқалары біріне-бірі оралып, екі қабатты жақындатады. Биологиялық жағдайда бірігуді қарастырғанда жағдай одан әрі күрделенеді, себебі тірі организмдегі бірігу мембранамен байланысқан ақуыздардың әрекетімен әрқашан реттеледі. Зерттелген алғашқы ақуыздар – вирустық бірігу ақуыздары, олар қабықшамен оралған вирустың генетикалық материалына жаңақ жасушасына енуге мүмкіндік береді (қабықшамен оралған вирустар липидтік екі қабатпен оралған; ал кейбіреулерінде тек ақуыздық қаптама бар). Эукариоттық жасушалар да бірігу ақуыздарын пайдаланады, ең көп зерттелгендері – SNARE ақуыздары. SNARE ақуыздары барлық везикулалық ішкі жасушалық тасымалды бағыттайды. Жылдар бойы зерттеулерге қарамастан, осы ақуыз класының функциясы туралы көп нәрсе белгісіз қалды. Шындығында, SNARE ақуыздары ерте бекітуге байланысты ма әлде бірігу процесінің кейінгі кезеңінде жартылай бірігуді жеңілдетуге қатыса ма, деген мәселе бойынша әлі де пікірталас жүріп жатыр. Молекулалық және жасушалық биология зерттеулерінде жасанды түрде бірігуді тудыру жиі қажет болады. Полиэтиленгликоль (PEG) қосылысы маңызды агрегация немесе биохимиялық бұзылыстарсыз бірігуді тудырады. Бұл процедура қазір кеңінен қолданылады, мысалы, B жасушаларын миелома жасушаларымен біріктіру үшін. Бұл комбинациядан алынған «гибридома» B жасушасымен анықталған қажетті антиденені экспрессиялайды, бірақ миелома компонентінің арқасында өміршеңдігі сақталады. Бірігуді электропорация арқылы да жасанды түрде тудыруға болады, бұл процесс электробірігу деп белгілі. Бұл құбылыстың электропорация кезінде пайда болатын энергетикалық белсенді жиектердің нәтижесі деп саналады, олар екі қабаттың арасында сабақ өсуін бастау үшін жергілікті ақаулық нүктесі ретінде әрекет ете алады.

right|thumb|280px| Illustration of lipid vesicles fusing showing two possible outcomes: hemifusion and full fusion. In hemifusion, only the outer bilayer leaflets mix. In full fusion both leaflets as well as the internal contents mix. Fusion is the process by which two lipid bilayers merge, resulting in one connected structure. If this fusion proceeds completely through both leaflets of both bilayers, a water filled bridge is formed and the solutions contained by the bilayers can mix. Alternatively, if only one leaflet from each bilayer is involved in the fusion process, the bilayers are said to be hemifused. Fusion is involved in many cellular processes, in particular in eukaryotes, since the eukaryotic cell is extensively sub divided by lipid bilayer membranes. Exocytosis, fertilization of an egg by sperm activation, and transport of waste products to the lysozome are a few of the many eukaryotic processes that rely on some form of fusion. Even the entry of pathogens can be governed by fusion, as many bilayer coated viruses have dedicated fusion proteins to gain entry into the host cell. There are four fundamental steps in the fusion process. One of the critical roles of calcium in the body is regulating membrane fusion. Third, a destabilization must form at one point between the two bilayers, locally distorting their structures. The exact nature of this distortion is not known. One theory is that a highly curved "stalk" must form between the two bilayers. Proponents of this theory believe that it explains why phosphatidylethanolamine, a highly curved lipid, promotes fusion. Finally, in the last step of fusion, this point defect grows and the components of the two bilayers mix and diffuse away from the site of contact. left|thumb|420px| Schematic illustration of the process of fusion through stalk formation. right|thumb|330px| Diagram of the action of SNARE proteins docking a vesicle for exocytosis. Complementary versions of the protein on the vesicle and the target membrane bind and wrap around each other, drawing the two bilayers close together in the process. The situation is further complicated when considering fusion in vivo since biological fusion is almost always regulated by the action of membrane associated proteins. The first of these proteins to be studied were the viral fusion proteins, which allow an enveloped virus to insert its genetic material into the host cell (enveloped viruses are those surrounded by a lipid bilayer; some others have only a protein coat). Eukaryotic cells also use fusion proteins, the best studied of which are the SNAREs. SNARE proteins are used to direct all vesicular intracellular trafficking. Despite years of study, much is still unknown about the function of this protein class. In fact, there is still an active debate regarding whether SNAREs are linked to early docking or participate later in the fusion process by facilitating hemifusion. In studies of molecular and cellular biology it is often desirable to artificially induce fusion. The addition of polyethylene glycol (PEG) causes fusion without significant aggregation or biochemical disruption. This procedure is now used extensively, for example by fusing B cells with myeloma cells. The resulting “hybridoma” from this combination expresses a desired antibody as determined by the B cell involved, but is immortalized due to the melanoma component. Fusion can also be artificially induced through electroporation in a process known as electrofusion. It is believed that this phenomenon results from the energetically active edges formed during electroporation, which can act as the local defect point to nucleate stalk growth between two bilayers.

Коммерциялық қолдану

Бүгінгі күнге дейін липидтік қос қабаттың ең сәтті коммерциялық қолданысы – дәрі-дәрмектерді жеткізу үшін, әсіресе қатерлі ісіктерді емдеуде липосомаларды пайдалану болып табылады. (Еске сала кетейік, «липосома» термині «мелшеше» терминімен синонимді, бірақ «мелшеше» – құрылымды сипаттау үшін қолданылатын жалпы термин, ал «липосома» жасанды, табиғи емес мелшешелерді ғана білдіреді.) Липосомалық дәрі-дәрмектерді жеткізудің негізгі идеясы – дәрілік затты липосома ішіндегі ерітіндіде капсулалап, содан кейін науқасқа инъекциялау. Дәрілік заттармен толтырылған липосомалар жүйе арқылы мақсатты жерге жеткенше қозғалады, онда олар жарылып, дәрілік затты босатады. Теориялық тұрғыдан алғанда, липосомалар дәрі-дәрмектерді жеткізудің идеалды жүйесі болуы керек, себебі олар кез келген гидрофильді дәрі-дәрмекті оқшаулай алады, белгілі бір тіндерге бағытталған молекулалармен жабыстырылуы мүмкін, сондай-ақ, денеде липидтерді ыдырататын биохимиялық жолдардың болуына байланысты салыстырмалы түрде аз уытты болады. Дәрі-дәрмектерді жеткізуге арналған липосомалардың бірінші буыны қарапайым липидтік құрамымен сипатталды және бірнеше шектеулерге ие болды. Қан айналымы бүйрек арқылы шығарылуы және фагоцитозға байланысты өте шектеулі болды. Липидтік құрамын өзгету арқылы сұйықтық, беткі зарядтың тығыздығы және беткі ылғалдылық деңгейін реттеу нәтижесінде сарысудан ақуыздарды аз сіңіретін және иммундық жүйемен оңай танылмайтын мелшешелер пайда болды. Бұл саладағы ең маңызды жетістік – липосома бетіне полиэтиленгликоль (PEG) қосылып, «жасырын» мелшешелер құрылды, олар иммундық және бүйрек арқылы шығарылмай ұзақ уақыт бойы айналып жүреді. Алғашқы «жасырын» липосомалар ісік тіндеріне пассивті түрде бағытталды. Оғрықтардың тез және бақылаусыз ангиогенезді тудыруына байланысты, олар қан тамырларының қабырғаларында «тесіктердің» болуын қамтамасыз етеді, бұл липосомалардың қалыпты тіндерге қарағанда қан ағынынан жоғары жылдамдықпен шығуына мүмкіндік береді. Соңғы уақыттарда липосома бетіне антиденелер немесе басқа молекулалық маркерлерді қосып, оларды белгілі бір жасуша немесе тіндерге белсенді түрде байланыстыру жұмыстары жүргізілуде. Бұл тәсілдің кейбір үлгілері қазіргі таңда клиникалық сынақтардан өтуде. Липидтік қос қабаттың тағы бір әлеуетті қолданылуы – биосенсорлар саласы. Липидтік қос қабат жасушаның ішкі және сыртқы ортасы арасындағы кедергі болып табылады, сондықтан сигналдарды таратудың маңызды орны болып саналады. Ғылыми зерттеушілер осы әлеуетті клиникалық диагностика немесе биотерроризмді анықтау үшін екі қабатты құрылғыны жасау үшін пайдалануға тырысты. Бұл саладағы прогресс баяу болып келеді, және бірнеше компания липидтік негіздегі автоматтандырылған анықтау жүйелерін жасағанмен, олар әлі де зерттеушілер қауымдастығына бағытталған. Оларға байланыс кинетикасын зерттеу үшін липидтік қос қабаттарды пайдалануға арналған бір реттік чип ұсынатын Biacore (қазір GE Healthcare Life Sciences) және автоматтандырылған патч-құбылау жүйесін жасаған Nanion Inc. кіреді. Сонымен қатар, Оксфорд Нанопорының ДНК тізбектеу үшін липидтік қос қабатты мембраналық тесіктерін пайдалану сияқты басқа да экзотикалық қолданыстар зерттелуде. Бүгінгі күнге дейін бұл технология коммерциялық тұрғыдан тиімді болып табылған жоқ. Жоғарыда сипатталғандай, қолданатын липидтік қос қабат (SLB) дәрі-дәрмектердің өткізгіштігін өлшеу үшін скрининг әдісі ретінде коммерциялық сәттілікке қол жеткізді. Бұл параллельді жасанды мембраналық өткізгіштік (PAMPA) әдісі арнайы құрастырылған липидтік коктейльдердегі өткізгіштікті өлшеуге арналған, бұл Caco-2 жасушаларының мәдениеттерімен, асқазан-ішек жолымен, қан-ми кедергісімен және терімен жоғары корреляцияға ие екендігі анықталды.

To date, the most successful commercial application of lipid bilayers has been the use of liposomes for drug delivery, especially for cancer treatment. (Note the term “liposome” is in essence synonymous with “vesicle” except that vesicle is a general term for the structure whereas liposome refers to only artificial not natural vesicles) The basic idea of liposomal drug delivery is that the drug is encapsulated in solution inside the liposome then injected into the patient. These drug loaded liposomes travel through the system until they bind at the target site and rupture, releasing the drug. In theory, liposomes should make an ideal drug delivery system since they can isolate nearly any hydrophilic drug, can be grafted with molecules to target specific tissues and can be relatively non toxic since the body possesses biochemical pathways for degrading lipids. The first generation of drug delivery liposomes had a simple lipid composition and suffered from several limitations. Circulation in the bloodstream was extremely limited due to both renal clearing and phagocytosis. Refinement of the lipid composition to tune fluidity, surface charge density, and surface hydration resulted in vesicles that adsorb fewer proteins from serum and thus are less readily recognized by the immune system. The most significant advance in this area was the grafting of polyethylene glycol (PEG) onto the liposome surface to produce “stealth” vesicles, which circulate over long times without immune or renal clearing. The first stealth liposomes were passively targeted at tumor tissues. Because tumors induce rapid and uncontrolled angiogenesis they are especially “leaky” and allow liposomes to exit the bloodstream at a much higher rate than normal tissue would. More recently work has been undertaken to graft antibodies or other molecular markers onto the liposome surface in the hope of actively binding them to a specific cell or tissue type. Some examples of this approach are already in clinical trials. Another potential application of lipid bilayers is the field of biosensors. Since the lipid bilayer is the barrier between the interior and exterior of the cell, it is also the site of extensive signal transduction. Researchers over the years have tried to harness this potential to develop a bilayer based device for clinical diagnosis or bioterrorism detection. Progress has been slow in this area and, although a few companies have developed automated lipid based detection systems, they are still targeted at the research community. These include Biacore (now GE Healthcare Life Sciences), which offers a disposable chip for utilizing lipid bilayers in studies of binding kinetics and Nanion Inc., which has developed an automated patch clamping system. Other, more exotic applications are also being pursued such as the use of lipid bilayer membrane pores for DNA sequencing by Oxford Nanolabs. To date, this technology has not proven commercially viable. A supported lipid bilayer (SLB) as described above has achieved commercial success as a screening technique to measure the permeability of drugs. This parallel artificial membrane permeability assay PAMPA technique measures the permeability across specifically formulated lipid cocktail(s) found to be highly correlated with Caco 2 cultures, the gastrointestinal tract, blood–brain barrier and skin.

Тарих

ХХ ғасырдың басында ғалымдар жасушалар майға ұқсас жұқа қабатпен қоршалған деген сенімге келді, бірақ осы мембрананың құрылымдық ерекшеліктері белгісіз болды. 1925 жылы өткізілген екі тәжірибе осы мәселені шешуге негіз салды. Эритроциттердің ерітінділерінің сыйымдылығын өлшеу арқылы Хьюго Фрике жасуша мембранасының қалыңдығы 3,3 нм екенін анықтады. Эксперимент нәтижелері дұрыс болғанымен, Фрике деректерді жасуша мембранасы бір молекулалық қабаттан тұрады деп қате түсіндірді. Профессор доктор Эверт Гортер (1881–1954) және Ф. Грендел Лейден университетіндегі зертханасында эритроцит липидтерін Лангмуир-Блоджеттің ыдысында моноқабат ретінде жайды. Моноқабаттың ауданы мен жасуша бетінің ауданын салыстырғанда, олар екі бірлікке бір қатынас тапты. Кейінгі талдаулар осы тәжірибеде бірнеше қателіктер мен дұрыс емес болжамдарды көрсетті, бірақ, сәйкес келіп, осы кемшіліктер өзара теңдесіп, Гортер мен Грендел жасуша мембранасы липидтік екі қабаттан тұрады деген дұрыс қорытындыға келді. Бұл теория 1950 жылдардың соңында электрондық микроскопия арқылы расталды. Липидтік екі қабатты электрондық микроскопиямен зерттеудің алғашқы нәтижелерін жариялаған болмаса да, Дж. Дэвид Робертсон екі қара, тығыз жолақтың екі липидтік моноқабаттың бас бөліктері мен байланысты белоктардан тұратынын бірінші болып айтты. Осы еңбегінде Робертсон «бірлік мембрана» тұжырымын ұсынды. Бұл барлық жасушалық және органеллалық мембраналарға екі қабатты құрылымды бірінші рет жалпыға бірдей тағайындау болды. Соған қатар, модельдік мембраналардың жасалуы липидтік екі қабаттың белоктарға тәуелсіз тұрақты құрылым екенін растады. Мюллер мен Рудин органикалық еріткіште липид ерітіндісін апертура арқылы «жағу» арқылы жасанды екі қабатты жасап, оның бүйірлік сұйықтығын, жоғары электрлік кедергісін және тесіктерге жауап ретінде өзін-өзі жазылуын анықтады – бұл қасиеттердің бәрі табиғи жасуша мембранасына тән. Бірнеше жылдан кейін Алек Бангем липидтік екі қабаттарды, липидтік везикулалар түрінде, құрғатылған липид үлгісін суға ұсынғанда да жасауға болатынын көрсетті. Бұл маңызды жаңалық болды, себебі липидтік екі қабаттардың өздігінен құрастырылатынын және арнайы тірек құрылымын қажет етпейтінін көрсетті. 1977 жылы Кунитаке мен Окахата дидодецилдиметиламмоний бромидінен – бір ғана органикалық қосылыстан толық синтетикалық екі қабатты мембрана жасады. Бұл екі қабатты мембрананың молекулалық күштердің әсерінен құрастырылғанын нақты көрсетеді.

By the early twentieth century scientists had come to believe that cells are surrounded by a thin oil like barrier, but the structural nature of this membrane was not known. Two experiments in 1925 laid the groundwork to fill in this gap. By measuring the capacitance of erythrocyte solutions, Hugo Fricke determined that the cell membrane was 3.3 nm thick. Although the results of this experiment were accurate, Fricke misinterpreted the data to mean that the cell membrane is a single molecular layer. Prof. Dr. Evert Gorter (1881–1954) and F. Grendel of Leiden University approached the problem from a different perspective, spreading the erythrocyte lipids as a monolayer on a Langmuir Blodgett trough. When they compared the area of the monolayer to the surface area of the cells, they found a ratio of two to one. Later analyses showed several errors and incorrect assumptions with this experiment but, serendipitously, these errors canceled out and from this flawed data Gorter and Grendel drew the correct conclusion that the cell membrane is a lipid bilayer. This theory was confirmed through the use of electron microscopy in the late 1950s. Although he did not publish the first electron microscopy study of lipid bilayers J. David Robertson was the first to assert that the two dark electron dense bands were the headgroups and associated proteins of two apposed lipid monolayers. In this body of work, Robertson put forward the concept of the “unit membrane.” This was the first time the bilayer structure had been universally assigned to all cell membranes as well as organelle membranes. Around the same time, the development of model membranes confirmed that the lipid bilayer is a stable structure that can exist independent of proteins. By “painting” a solution of lipid in organic solvent across an aperture, Mueller and Rudin were able to create an artificial bilayer and determine that this exhibited lateral fluidity, high electrical resistance and self healing in response to puncture, all of which are properties of a natural cell membrane. A few years later, Alec Bangham showed that bilayers, in the form of lipid vesicles, could also be formed simply by exposing a dried lipid sample to water. This was an important advance, since it demonstrated that lipid bilayers form spontaneously via self assembly and do not require a patterned support structure. In 1977, a totally synthetic bilayer membrane was prepared by Kunitake and Okahata, from a single organic compound, didodecyldimethylammonium bromide. It clearly shows that the bilayer membrane was assembled by the intermolecular forces.