Фотосинтез C4: Механизмы фиксации углерода и эффективность растений.

Введение

Фотосинтетический процесс у некоторых растений

Фиксация углерода, или путь Хэтча-Слэка, является одним из трех известных фотосинтетических процессов фиксации углерода у растений. Он получил свое название благодаря открытию, сделанному в 1960-х годах Маршаллом Дэвидсоном Хэтчем и Чарльзом Роджером Слэком. Этот путь является дополнением к более древнему и распространенному способу фиксации углерода. Основной карбоксилирующий фермент в фотосинтезе называется RuBisCO, который катализирует две различные реакции, используя в качестве субстрата либо углекислый газ (карбоксилирование), либо кислород (окисление). Окисление RuBisCO приводит к образованию фосфогликолата, который токсичен и требует затрат энергии для переработки посредством фотореспирации. Фотосинтез по пути Хэтча-Слэка снижает фотореспирацию за счет концентрации углекислого газа вокруг RuBisCO. Чтобы RuBisCO мог функционировать в среде с высоким содержанием углекислого газа и низким содержанием кислорода, листья обычно содержат два частично изолированных отсека – мезофильные клетки и клетки обкладки сосудистого пучка. Углекислый газ первоначально фиксируется в мезофильных клетках в реакции, катализируемой ферментом PEP-карбоксилазой, в которой трехуглеродный фосфоэнолпируват (PEP) реагирует с углекислым газом, образуя четырех углеродную оксалоуксусную кислоту (OAA). Затем OAA может быть восстановлена до малата или трансминирована в аспартат. Эти промежуточные вещества диффундируют в клетки обкладки сосудистого пучка, где они декарбоксилируются, создавая среду, богатую углекислым газом вокруг RuBisCO и тем самым подавляя фотореспирацию. Образующийся пируват (PYR) вместе с примерно половиной фосфоглицерата (PGA), производимого RuBisCO, диффундирует обратно в мезофилл. Затем PGA химически восстанавливается и диффундирует обратно в клетки обкладки сосудистого пучка для завершения редуктивного пентозофосфатного цикла (RPP). Этот обмен метаболитами необходим для эффективной работы фотосинтеза по пути Хэтча-Слэка. Дополнительные биохимические этапы требуют больше энергии в форме АТФ для регенерации PEP, но концентрация углекислого газа позволяет поддерживать высокие скорости фотосинтеза при более высоких температурах. Более высокая концентрация углекислого газа компенсирует снижение растворимости газа с повышением температуры (закон Генри). Механизм концентрации также поддерживает высокие градиенты концентрации углекислого газа через устьица. Это означает, что растения, использующие этот путь, обычно имеют более низкую устьичную проводимость, сниженные потери воды и, как правило, более высокую эффективность использования воды. Растения по пути Хэтча-Слэка также более эффективно используют азот, поскольку PEP-карбоксилаза дешевле в производстве, чем RuBisCO. Однако, поскольку этот путь не требует дополнительной энергии для регенерации PEP, он более эффективен в условиях, когда фотореспирация ограничена, обычно при низких температурах и в тени.

carbon fixation or the Hatch–Slack pathway is one of three known photosynthetic processes of carbon fixation in plants. It owes the names to the 1960s discovery by Marshall Davidson Hatch and Charles Roger Slack. fixation is an addition to the ancestral and more common carbon fixation. The main carboxylating enzyme in photosynthesis is called RuBisCO, which catalyses two distinct reactions using either (carboxylation) or oxygen (oxygenation) as a substrate. RuBisCO oxygenation gives rise to phosphoglycolate, which is toxic and requires the expenditure of energy to recycle through photorespiration. photosynthesis reduces photorespiration by concentrating around RuBisCO. To enable RuBisCO to work in an environment where there is a lot of carbon dioxide and very little oxygen, leaves generally contain two partially isolated compartments called mesophyll cells and bundle sheath cells. is initially fixed in the mesophyll cells in a reaction catalysed by the enzyme PEP carboxylase in which the three carbon phosphoenolpyruvate (PEP) reacts with to form the four carbon oxaloacetic acid (OAA). OAA can then be reduced to malate or transaminated to aspartate. These intermediates diffuse to the bundle sheath cells, where they are decarboxylated, creating a rich environment around RuBisCO and thereby suppressing photorespiration. The resulting pyruvate (PYR), together with about half of the phosphoglycerate (PGA) produced by RuBisCO, diffuses back to the mesophyll. PGA is then chemically reduced and diffuses back to the bundle sheath to complete the reductive pentose phosphate cycle (RPP). This exchange of metabolites is essential for photosynthesis to work. Additional biochemical steps require more energy in the form of ATP to regenerate PEP, but concentrating allows high rates of photosynthesis at higher temperatures. Higher CO2 concentration overcomes the reduction of gas solubility with temperature (Henry's law). The concentrating mechanism also maintains high gradients of concentration across the stomatal pores. This means that plants have generally lower stomatal conductance, reduced water losses and have generally higher water use efficiency. plants are also more efficient in using nitrogen, since PEP carboxylase is cheaper to make than RuBisCO. However, since the pathway does not require extra energy for the regeneration of PEP, it is more efficient in conditions where photorespiration is limited, typically at low temperatures and in the shade.

Открытие

Первые эксперименты, показавшие, что некоторые растения не используют фиксацию углерода, а вместо этого производят малат и аспартат на первом этапе фиксации углерода, были проведены в 1950-х и начале 1960-х годов Хьюго Петром Кортшаком и Юрием Карпиловым. Этот путь был выяснен Маршаллом Дэвидсоном Хэтчем и Чарльзом Роджером Слэком в Австралии в 1966 году. Часто откладывается на уровне средней ламеллы (тангенциальный интерфейс между мезофиллом и оболочкой пучка) для уменьшения апопластической диффузии (так называемой утечки). Механизм концентрации углерода в растениях отличает их изотопный состав от других фотосинтезирующих организмов. Хотя большинство растений имеют анатомию Кранца, существуют и несколько видов, которые осуществляют ограниченный цикл без выраженной ткани оболочки пучка. Suaeda aralocaspica, Bienertia cycloptera, Bienertia sinuspersici и Bienertia kavirense (все – представители рода Хеноподы) – наземные растения, обитающие в сухих, соленых понижениях в пустынях Ближнего Востока. Показано, что эти растения используют уникальные среди известных механизмы концентрирования углерода в отдельных клетках. Хотя цитология обоих родов немного различается, основной принцип заключается в использовании заполненных жидкостью вакуолей для разделения клетки на две отдельные области. Ферменты карбоксилирования в цитозоле отделены от ферментов декарбоксилазы и RuBisCO в хлоропластах. Между хлоропластами (содержащими RuBisCO) и цитозолем существует диффузионный барьер. Это позволяет создать области, подобные оболочке пучка и мезофиллу, внутри одной клетки. Хотя это и позволяет осуществлять ограниченный цикл, он относительно неэффективен. Происходит значительная утечка из области вокруг RuBisCO. Также имеются данные о наличии индуцируемого фотосинтеза у некранового водного макрофита Hydrilla verticillata в теплых условиях, хотя механизм, посредством которого минимизируется утечка из-за RuBisCO, в настоящее время не установлен.

Биохимия

В растениях первым шагом в светонезависимых реакциях фотосинтеза является фиксация углекислого газа ферментом RuBisCO с образованием 3-фосфоглицерата. Однако RuBisCO обладает двойной активностью – карбоксилазной и оксигеназной. Окисление приводит к тому, что часть субстрата окисляется, а не карбоксилируется, что влечет за собой потерю субстрата и потребление энергии, процесс, известный как фотодыхание. Окисление и карбоксилирование являются конкурирующими, то есть скорость реакций зависит от относительной концентрации кислорода и углекислого газа. Чтобы снизить скорость фотодыхания, растения повышают концентрацию углекислого газа вокруг RuBisCO. Для этого в листьях дифференцируются два частично изолированных компартмента – мезофилл и обкладка сосудистого пучка. Вместо прямой фиксации RuBisCO, углекислый газ сначала включается в четырех-углеродную органическую кислоту (либо малат, либо аспартат) в мезофилле. Затем органические кислоты диффундируют через плазмодесмы в клетки обкладки сосудистого пучка. Там они декарбоксилируются, создавая среду, богатую углекислым газом. Хлоропласты клеток обкладки сосудистого пучка преобразуют этот углекислый газ в углеводы посредством обычного цикла Кальвина. Существует значительная изменчивость в биохимических особенностях ассимиляции C4, которая обычно подразделяется на три подтипа, различающихся основным ферментом, используемым для декарбоксилирования (NADP-маликовый фермент, NADP ME; NAD-маликовый фермент, NAD ME; и PEP-карбоксикиназа, PEPCK). Поскольку PEPCK часто используется совместно с NADP ME или NAD ME, было предложено классифицировать биохимическую изменчивость на два подтипа. Например, кукуруза и сахарный тростник используют комбинацию NADP ME и PEPCK, просо преимущественно использует NAD ME, а Megathyrsus maximus – преимущественно PEPCK.

NAD-ME

Здесь ОАА, образованный PEPC, трансминируется аспартат-аминотрансферазой в аспартат (ASP), который является метаболитом, диффундирующим в оболочку пучка. В оболочке пучка ASP вновь трансминируется в ОАА, а затем подвергается бесполезной редукции и окислительному декарбоксилированию с высвобождением образовавшегося пирувата, который трансминируется в аланин и диффундирует в мезофилл. Аланин, в конечном итоге, трансминируется в пируват (PYR), который может быть регенерирован в PEP посредством PPDK в хлоропластах мезофилла. Этот цикл обходит реакцию малатодегидрогеназы в мезофилле и, следовательно, не передает восстановительные эквиваленты в оболочку пучка.

ПЭПК

В этом варианте оксалоацетат, образованный аспартат-аминотрансферазой в оболочке пучка, декарбоксилируется до фосфоенолпирувата (ФЕП) с помощью PEPCK. Дальнейшая судьба ФЕП остается предметом дискуссий. Наиболее простое объяснение заключается в том, что ФЕП диффундирует обратно в мезофилл для использования в качестве субстрата для PEPC. Поскольку PEPCK использует только одну молекулу АТФ, регенерация ФЕП посредством PEPCK теоретически могла бы повысить фотосинтетическую эффективность этого подтипа, однако это пока не было измерено. Повышение относительной экспрессии PEPCK наблюдается при низкой освещенности, и предполагается, что она может играть роль в обеспечении баланса энергетических потребностей между мезофиллом и оболочкой пучка.

Обмен метаболитами

В то время как в фотосинтезе каждый хлоропласт способен завершать световые и темные реакции, хлоропласты дифференцируются на две популяции, локализованные в мезофилле и клетках обкладки пучка. Разделение фотосинтетической работы между двумя типами хлоропластов неизбежно влечет за собой интенсивный обмен промежуточными соединениями между ними. Эти потоки значительны и могут достигать десятикратной скорости валовой ассимиляции. Тип обмениваемого метаболита и общая скорость будут зависеть от конкретного подтипа. Для снижения ингибирования продуктов фотосинтетическими ферментами (например, PECP), необходимо поддерживать градиенты концентрации как можно более низкими. Это требует увеличения проницаемости для метаболитов между мезофиллом и обкладкой пучка, однако это также увеличит обратную диффузию из обкладки пучка, что приведет к присущему и неизбежному компромиссу в оптимизации механизма концентрации.

Сбор света и световые реакции

Чтобы удовлетворить потребности в NADPH и АТФ в мезофилле и оболочке пучка, необходимо собирать и распределять свет между двумя различными цепями переноса электронов. АТФ может производиться в оболочке пучка преимущественно за счет циклического потока электронов вокруг фотосистемы I, а в мезофилле – преимущественно за счет линейного потока электронов, в зависимости от количества света, доступного в оболочке пучка или в мезофилле. Относительная потребность в АТФ и НАДФH в каждом типе клеток будет зависеть от фотосинтетического подтипа. Поскольку оболочки пучка окружены мезофиллом, поглощение света мезофиллом уменьшит количество света, достигающего клеток оболочки пучка. Кроме того, размер оболочки пучка ограничивает объем поглощаемого света.

Эффективность

Различные формулировки эффективности возможны в зависимости от того, какие выходные и входные параметры рассматриваются. Например, средняя квантовая эффективность – это отношение между валовой ассимиляцией и интенсивностью поглощенного или падающего света. В литературе сообщается о значительной вариабельности измеренной квантовой эффективности у растений, выращенных в разных условиях и классифицированных как различные подтипы, однако причины этого до сих пор не ясны. Одним из компонентов квантовой эффективности является эффективность темновой фазы, биохимическая эффективность, которая обычно выражается в обратных единицах как стоимость АТФ для валовой ассимиляции (АТФ/ВА). В процессе фотосинтеза АТФ/ВА в основном зависит от концентрации и концентрации O2 в карбоксилирующих центрах RuBisCO. При высокой концентрации и низкой концентрации O2 фотодыхание подавляется, а ассимиляция протекает быстро и эффективно, при этом АТФ/ВА приближается к теоретическому минимуму 3. В C4-фотосинтезе концентрация в карбоксилирующих центрах RuBisCO в основном является результатом работы механизмов концентрации, которые требуют примерно дополнительных 2 АТФ/ВА, но делают эффективность относительно нечувствительной к внешней концентрации в широком диапазоне условий. Биохимическая эффективность в основном зависит от скорости доставки в обкладку пучка и, как правило, снижается при низкой освещенности, когда скорость карбоксилирования ФЭП уменьшается, что снижает соотношение /O2 в карбоксилирующих центрах RuBisCO. Ключевым параметром, определяющим степень снижения эффективности при низкой освещенности, является проводимость обкладки пучка. Растения с более высокой проводимостью обкладки пучка облегчают обмен метаболитами между мезофиллом и обкладкой пучка и способны поддерживать высокие темпы ассимиляции при высокой освещенности. Однако у них также наблюдается высокая скорость обратной диффузии из обкладки пучка (так называемая утечка), что усиливает фотодыхание и снижает биохимическую эффективность при слабом освещении. Это представляет собой неотъемлемый и неизбежный компромисс в работе C4-фотосинтеза. Растения обладают выдающейся способностью регулировать проводимость обкладки пучка. Интересно, что проводимость обкладки пучка снижается у растений, выращенных при низкой освещенности, и у растений, выращенных при высокой освещенности, которые впоследствии переводятся в условия низкой освещенности, как это происходит в кронах сельскохозяйственных культур, где старые листья затенены новым ростом.

Different formulations of efficiency are possible depending on which outputs and inputs are considered. For instance, average quantum efficiency is the ratio between gross assimilation and either absorbed or incident light intensity. Large variability of measured quantum efficiency is reported in the literature between plants grown in different conditions and classified in different subtypes but the underpinnings are still unclear. One of the components of quantum efficiency is the efficiency of dark reactions, biochemical efficiency, which is generally expressed in reciprocal terms as ATP cost of gross assimilation (ATP/GA). In photosynthesis ATP/GA depends mainly on and O2 concentration at the carboxylating sites of RuBisCO. When concentration is high and O2 concentration is low photorespiration is suppressed and assimilation is fast and efficient, with ATP/GA approaching the theoretical minimum of 3. In photosynthesis concentration at the RuBisCO carboxylating sites is mainly the result of the operation of the concentrating mechanisms, which cost circa an additional 2 ATP/GA but makes efficiency relatively insensitive of external concentration in a broad range of conditions. Biochemical efficiency depends mainly on the speed of delivery to the bundle sheath, and will generally decrease under low light when PEP carboxylation rate decreases, lowering the ratio of /O2 concentration at the carboxylating sites of RuBisCO. The key parameter defining how much efficiency will decrease under low light is bundle sheath conductance. Plants with higher bundle sheath conductance will be facilitated in the exchange of metabolites between the mesophyll and bundle sheath and will be capable of high rates of assimilation under high light. However, they will also have high rates of retro diffusion from the bundle sheath (called leakage) which will increase photorespiration and decrease biochemical efficiency under dim light. This represents an inherent and inevitable trade off in the operation of photosynthesis. plants have an outstanding capacity to attune bundle sheath conductance. Interestingly, bundle sheath conductance is downregulated in plants grown under low light and in plants grown under high light subsequently transferred to low light as it occurs in crop canopies where older leaves are shaded by new growth.

Эволюция и преимущества

Растения имеют конкурентное преимущество перед растениями, использующими более распространенный путь фиксации углерода, в условиях засухи, высоких температур и дефицита азота. При выращивании в одинаковых условиях при 30 °C травы теряют примерно 833 молекул воды на каждую фиксированную молекулу, в то время как травы теряют всего 277. Эта повышенная эффективность использования воды у трав означает, что влажность почвы сохраняется, позволяя им дольше расти в засушливых условиях. Фиксация углерода эволюционировала как минимум 62 раза в 19 различных семействах растений, что делает ее ярким примером конвергентной эволюции. Такое сближение, вероятно, было облегчено тем, что существует множество потенциальных эволюционных путей к определенному фенотипу, многие из которых включают начальные эволюционные этапы, не связанные напрямую с фотосинтезом. Растения возникли примерно в то время как метаболизм у трав сформировался, когда их среда обитания переместилась из тенистых лесных подкровельных ярусов в более открытые среды, где интенсивное солнечное освещение давало им преимущество перед путем. Сегодня растения составляют около 5% биомассы растений Земли и 3% известных видов растений. Несмотря на это относительно небольшое количество, на них приходится около 23% наземной фиксации углерода. Увеличение доли растений на Земле может способствовать биосеквестрации углерода и представлять собой важную стратегию смягчения последствий изменения климата. Современные растения сосредоточены в тропиках и субтропиках (ниже 45 градусов широты), где высокая температура воздуха увеличивает скорость фотодыхания у растений.

Заводы, использующие фиксацию углерода

Около 8100 видов растений используют фиксацию углерода, что составляет около 3% всех наземных видов растений. Все эти 8100 видов – это цветковые растения (ангиоспермы). Фиксация углерода более распространена у однодольных растений по сравнению с двудольными, причем 40% однодольных используют этот путь, по сравнению с только 4,5% двудольных. Несмотря на это, только три семейства однодольных используют фиксацию углерода, в то время как у двудольных их 15. Из клад однодольных, содержащих растения, наибольшее распространение фиксации углерода наблюдается у злаков (Poaceae). 46% злаков используют этот тип фотосинтеза и вместе составляют 61% видов, использующих его. Фиксация углерода возникла независимо в семействе злаков около двадцати или более раз, в различных подсемействах, племенах и родах, включая племя Андропогоневые (Andropogoneae), которое включает продовольственные культуры, такие как кукуруза, сахарный тростник и сорго. Различные виды проса также используют этот тип фотосинтеза. Из клад двудольных, содержащих виды, порядок Гвоздикоцветные (Caryophyllales) содержит наибольшее количество видов. Из семейств Гвоздикоцветных наибольшее количество видов, использующих фиксацию углерода, наблюдается у семейства Щирицевые (Chenopodiaceae) – 550 из 1400 видов используют ее. Около 250 из 1000 видов родственного семейства Амарантовые (Amaranthaceae) также используют этот тип фотосинтеза. Члены семейства Осоковые (Cyperaceae), а также представители многочисленных семейств эвдикотов, включая Астровые (Asteraceae, семейство маргариток), Крестоцветные (Brassicaceae, семейство капустных) и Молочайные (Euphorbiaceae, семейство шпороцветных), также используют этот тип фотосинтеза. Крупные деревья (выше 15 м в высоту) не используют этот тип фотосинтеза, однако существует ряд небольших деревьев или кустарников, высота которых меньше 10 м, которые его используют: шесть видов Молочайных, все эндемики Гавайских островов, и два вида Амарантовых, растущих в пустынях Ближнего Востока и Азии.

Переработка заводов на

Учитывая преимущества C4-фотосинтеза, группа ученых из учреждений по всему миру работает над проектом «Рис» для создания сорта риса, который по своей природе является C3-растением, использующего C4-путь, изучая растения кукурузы и брахиподия. Поскольку рис является важнейшей продовольственной культурой для человечества – основным продуктом питания для более чем половины населения планеты – создание риса, более эффективно преобразующего солнечный свет в зерно, может принести значительную глобальную пользу для повышения продовольственной безопасности. Команда утверждает, что такой рис может давать до 50% больше зерна, при этом требуя меньше воды и питательных веществ. Исследователи уже идентифицировали гены, необходимые для C4-фотосинтеза в рисе, и теперь работают над созданием прототипа C4-риса. В 2012 году правительство Соединенного Королевства совместно с Фондом Билла и Мелинды Гейтс выделило 14 миллионов долларов США на три года для реализации проекта «Рис» в Международном исследовательском институте риса. В 2019 году Фонд Билла и Мелинды Гейтс предоставил еще 15 миллионов долларов США проекту C4 Rice Project, возглавляемому Оксфордским университетом. Цель 5-летнего проекта – создание экспериментальных опытных участков на Тайване к 2024 году. Фотосинтез С2, промежуточный этап между C3- и Kranz-фотосинтезом, может быть предпочтительнее C4-фотосинтеза для преобразования в рисе. Эта более простая система менее оптимизирована для условий высокой освещенности и высокой температуры, чем C4-фотосинтез, но имеет преимущество в виде меньшего количества этапов генной инженерии и лучшей производительности по сравнению с C3-фотосинтезом при всех температурах и уровнях освещенности. В 2021 году правительство Великобритании выделило 1,2 миллиона фунтов стерлингов на изучение C2-инженерии.