Синдром Таура: вирусное заболевание креветок.

Введение

Вирус, поражающий креветки

Синдром Тауры (ТС) – одно из наиболее разрушительных заболеваний, поражающих индустрию выращивания креветок во всем мире. Он был впервые описан в Эквадоре летом 1992 года. В марте 1993 года болезнь вернулась в виде крупной эпидемии и привлекла широкое внимание средств массовой информации. Ретроспективные исследования показали, что случай синдрома Тауры мог быть зарегистрирован на креветочной ферме в Колумбии уже в 1990 году, а вирус присутствовал в Эквадоре уже в середине 1991 года. В период с 1992 по 1997 год заболевание распространилось по всем основным регионам Америки, где культивируют белую креветку (Litopenaeus vannamei). По некоторым оценкам, экономический ущерб от ТС в Америке за этот период мог превысить 2 миллиарда долларов США.

Обзор

Эпидемия ТС в Эквадоре в 1992 году совпала с вспышкой заболевания черного листа банановых плантаций. Вспышка болезни черного листа привела к увеличению использования фунгицидов в районе бассейна реки Таура недалеко от города Гуаякиль. Фунгициды пропиконазол (Tilt, Ciba Geigy) и тридеморф (Calixin, BASF), используемые для борьбы с черным листом, попадали в близлежащие пруды и первоначально считались причиной заболевания. Аналитические данные выявили наличие пропиконазола в воде, осадках и тканях гепатопанкреаса креветок, собранных на пострадавших фермах в Эквадоре. Другие пестициды обнаружены не были. В январе 1994 года по запросу компании Ciba Geigy в лаборатории патологии аквакультуры Университета Аризоны был проведен семинар по синдрому Тауры. В семинаре приняли участие эксперты из нескольких стран, обладающие опытом в области патологии креветок и насекомых, питания креветок, токсикологии, микологии, качества воды и управления фермами. Также в нем участвовали представители отрасли. Группа разработала рекомендации по стандартизации исследований ТС и предложила провести исследования для оценки того, являются ли фунгициды или пока не идентифицированные агенты ответственными за синдром. Доктор Джим Брок, специалист по болезням водных организмов штата Гавайи в этот период, впервые продемонстрировал в начале 1994 года, что болезнь может передаваться путем кормления здоровых креветок креветками, пораженными синдромом Тауры. Затем умирающие тестовые креветки были использованы для кормления новой группы креветок, которые также стали погибать с той же скоростью. Постулаты Риверса были подтверждены в 1994 году доктором Кеном Хассоном и его коллегами из Университета Аризоны. Это доказало вирусную природу синдрома. Вирус был назван вирусом синдрома Тауры, часто обозначаемым как TSV. Некоторые авторы в Латинской Америке называют вирус вирусом инфекционного кутикулярного эпителиального некроза (ICENV). Синдром Тауры является подлежащим обязательной регистрации заболеванием в Международном бюро эпизоотий (OIE), что отражает серьезность и разрушительное воздействие этого заболевания.

The 1992 Ecuadorian TS epidemic occurred concurrently with an outbreak of black leaf wilt disease in banana plantations. The outbreak of black leaf disease led to an increase in fungicide usage within the Taura River basin district near the city of Guayaquil. The fungicides propiconazole (Tilt, Ciba Geigy) and tridemorph (Calixin, BASF) used to control black leaf, ran off into nearby ponds and were initially thought to be responsible for the disease. Analytical data demonstrated propiconazole in water, sediments and hepatopancreas tissues of shrimp harvested from affected farms in Ecuador. No other pesticides were discovered. In January 1994, at the request of Ciba Geigy, a workshop on Taura syndrome was held at the Aquaculture Pathology Laboratory of the University of Arizona. Experts from several countries with expertise in shrimp and insect pathology, shrimp nutrition, toxicology, mycology, water quality and farm management participated in the workshop. Industry representatives also participated. The group developed recommendations as to the standardization of the research on TS and suggested that studies be done to evaluate whether fungicides or as yet unrecognized agents were responsible for the syndrome. Dr. Jim Brock, the aquatic disease specialist for the State of Hawaii during this period, first demonstrated the disease could be transmitted by feeding Taura victims to healthy shrimp in early 1994. The dying test shrimp were then fed to a new set of shrimp, which was dying at the same rate. Rivers' postulates were fulfilled in 1994 by Dr. Ken Hasson and co researchers at the University of Arizona. This proved the viral etiology of the syndrome. The virus was named Taura syndrome virus, often referred to as TSV. The virus is referred to by the name infectious cuticular epithelial necrosis virus (ICENV) by some authors in Latin America. Taura syndrome is a notifiable disease by the Office international des Épizooties (OIE), which reflects the serious nature and devastating impact of the disease.

Определение и описание вируса

Вирус синдрома Тауры был впервые классифицирован как возможный представитель семейства Picornaviridae на основании биологических и физических характеристик. Впоследствии он был переклассифицирован в семейство Dicistroviridae, род Cripavirus. С тех пор его отнесли ко второму роду в том же семействе – Aparavirus. TSV представляет собой неинкапсулированную частицу размером 32 нм с икосаэдрической формой и плавучей плотностью 1,338 г/мл. Геном одноцепочечный, с положительной поляризацией, и содержит 10 205 нуклеотидов (без учета 3'-поли(А)-хвоста). Капсид состоит из трех основных белков: CP1 (40 кДа), CP2 (55 кДа) и CP3 (24 кДа), а также минорного белка массой 58 кДа. Audelo del Valle в 2003 году сообщил о возможности использования некоторых линий клеток приматов для культивирования TSV. Последующие исследования показали, что их сообщение основывалось на ошибочной интерпретации данных. TSV не представляет собой потенциальную угрозу зооноза. Для любого размножения вируса требуется использование живых креветок, поскольку не существует непрерывной клеточной линии, поддерживающей рост вирусов креветок.

Варианты вируса

РНК-вирусы, такие как TSV, характеризуются высокой частотой спонтанных мутаций. Эти очень высокие показатели могут быть обусловлены отсутствием функции коррекции у РНК-зависимой РНК-полимеразы и привели к возникновению нескольких генетических вариантов вируса. По состоянию на май 2009 года выделено четыре генетических кластера: Белиз (TSV BZ), Америка (TSV HI), Юго-Восточная Азия и Венесуэла. Штамм из Белиза считается наиболее вирулентным. Точечные мутации в белках капсида TSV могут давать определенным изолятам селективные преимущества, такие как адаптация к хозяину, повышенная вирулентность или усиленная способность к репликации. Даже незначительные вариации в геноме TSV могут приводить к существенным различиям в вирулентности. Все варианты TSV схожи по форме и размеру, с небольшими отклонениями. Средний размер частиц вируса TSV BZ составляет 32,693 ± 1,834 нм, в то время как размер частиц TSV HI – 31,485 ± 1,187 нм. Наибольшая генетическая разница наблюдается в капсидном белке CP2, при парном сравнении нуклеотидных последовательностей которой выявляется различие от 0 до 3,5% между изолятами. Наибольшее количество вариаций в CP2 сосредоточено в 3'-концевой последовательности, что может быть связано с меньшими структурными ограничениями и большей экспозицией по сравнению с другими областями белка.

Географическое распространение

О TSV сообщалось практически во всех районах выращивания креветок в Америке, включая Эквадор, Колумбию, Перу, Бразилию, Сальвадор, Гватемалу, Гондурас, Белиз, Мексику, Никарагуа, Панаму, Коста-Рику и Венесуэлу, а также в штатах Гавайи, Техас, Флорида и Южная Каролина. До 1998 года считалось, что это вирус, ограниченный Западным полушарием. Первая азиатская вспышка произошла на Тайване. В последнее время вирус был обнаружен в Таиланде, Мьянме, Китае, Корее и Индонезии, где он вызывал серьезные эпизоотии у культивируемых *Penaeus vannamei* и *Penaeus monodon*. Широкое распространение болезни связывают с перемещением инфицированного поголовья для целей аквакультуры. Этому способствовала высокая стабильность вируса. Предполагается, что вспышка на Тайване произошла из-за импорта инфицированных TSV *P. vannamei* из Западного полушария, что подтверждается геномным сходством тайваньских и западных изолятов. TSV появился в Таиланде в 2003 году. Учитывая сходство последовательности аминокислот CP2 и хронологию вспышек заболевания в связи с импортированным поголовьем, по крайней мере, некоторые тайские изоляты, вероятно, произошли из китайских популяций. Синдром Тауры может быстро распространяться при попадании в новые регионы. Один фермер, выращивающий креветок, описал вспышку 1995 года в Техасе так: «Это распространялось как лесной пожар. Остановить это было невозможно. Я просто сидел и смотрел, как за три дня вся моя креветка погибла. Мертва!»

Виды восприимчивых креветок

Известно, что TSV поражает многие виды креветок. Он вызывает серьезные заболевания на постларвальной, ювенильной и взрослой стадиях развития Penaeus vannamei. Он также сильно поражает P. setiferus, P. stylirostris, P. schmitti и Metapenaeus ensis. P. chinensis проявляет высокую восприимчивость к болезни в экспериментальных биопробах. Наблюдается вариабельность внутри видов, и были выведены штаммы креветок, устойчивые к TSV. Дикие популяции демонстрируют возрастающую устойчивость, вероятно, в результате интенсивного естественного отбора. Сообщения о случаях ТС в естественной среде ограничены, однако в феврале 1995 года Министерство рыбного хозяйства Мексики сообщило об обнаружении TSV у диких креветок, выловленных в приграничной зоне Мексики и Гватемалы. По состоянию на 2007 год не поступало подтвержденных сообщений о том, что TSV заразен для других групп десятиногих или недекаподовых ракообразных.

Патология и цикл заболевания

В условиях фермы ТС часто вызывает высокую смертность в течение первых 15-40 дней после запуска креветок в пруды. Процесс инфекции может быть острым (5–20 дней) или хроническим (более 120 дней) на уровне пруда и фермы. Болезнь имеет три отчетливые фазы, которые иногда перекрываются: острую, переходную и хроническую. Цикл болезни детально охарактеризован у *P. vannamei*. После первоначального заражения развивается острая фаза. Клинические признаки могут появиться уже через 7 часов после заражения у некоторых особей и сохраняются около 4–7 дней. Инфицированные креветки демонстрируют анорексию, вялость и беспорядочное поведение при плавании. Также наблюдается помутнение мускулатуры хвоста, мягкая кутикула и, при естественном заражении, красный хвост из-за расширения красных хроматофоров. Смертность в этой фазе может достигать 95%. Гистологически острая фаза характеризуется множественными очагами ядерного пикноза/кариорексиса и многочисленными цитоплазматическими тельцами включения в кутикулярном эпителии и подкожной ткани общей поверхности тела, во всех придаточных органах, жабрах, задней кишке, пищеводе и желудке. Пикноз и кариорексис придают ткани вид "дроби" и считаются патогномоничными для заболевания. При тяжелых инфекциях поражаются также эпителий антеннальных железок, кроветворные ткани и семенники. Это происходит в основном при тяжелой инфекции после введения вирусных частиц и не наблюдалось при естественном заражении *P. vannamei*. Креветки, пережившие острую стадию, переходят в переходную стадию. У креветок в переходной фазе наблюдаются случайно расположенные меланизированные (коричневато-черные) поражения в кутикуле головогруди и хвостового отдела. Эти очаги являются местами острых поражений, которые прогрессировали до последующих стадий гемоцитарного воспаления, регенерации кутикулярного эпителия и заживления, и могут быть вторично инфицированы бактериями. Эти очаги отрицательны для TSV при гибридизации in situ (ISH) с использованием специфичного для TSV cDNA-зонда. Гистологически у этих креветок наблюдаются очаговые активные острые поражения и начало развития лимфоидных сфероидов органов (LOS). При ISH со специфичными для TSV зондами можно наблюдать диффузный положительный сигнал в стенках лимфоидного органа нормального вида, с или без фокальных сигналов зонда в развивающихся LOS. Эти креветки будут вялыми и анорексичными, возможно, из-за перенаправления их энергии и метаболических ресурсов на восстановление ран и регенерацию. Если креветки успешно линяют после переходной фазы, они сбрасывают меланизированные поражения и переходят в хроническую фазу. Хроническая фаза впервые обнаруживается через шесть дней после заражения и сохраняется не менее 12 месяцев в экспериментальных условиях. Эта фаза гистологически характеризуется отсутствием острых поражений и наличием LOS различных морфологий. Эти LOS положительны при ISH для TSV. В некоторых случаях также наблюдается низкая распространенность эктопических сфероидов. LOS сами по себе не являются характерными для инфекции TSV и могут быть обнаружены при других вирусных заболеваниях креветок, таких как вирус вакуолизации лимфоидных органов (LOVV), лимфоидный парвоподобный вирус (LPV), вирус лимфоидных органов (LOV), рабдовирус пенаидных креветок (RPS) и вирус желтой головы (YHV). Диагностика заболевания в хронической фазе затруднена, поскольку у креветок нет видимых признаков заболевания и не наблюдается смертности от инфекции. Выжившие особи могут стать носителями на всю жизнь. Креветки с хронической инфекцией TSV менее энергичны, чем незараженные, что проявляется в их неспособности переносить снижение солености так же хорошо, как незараженные креветки. В исследовании 2011 года, проведенном Laxminath Tumburu, рассматривалась взаимосвязь между фактором стресса окружающей среды (пестицидом эндосульфаном) и вирусом синдрома Тауры (TSV) и их взаимодействием с восприимчивостью и линькой морских пенаидных креветок *L. vannamei*, и было обнаружено, что стресс, связанный с эндосульфаном, приводил к все более высокой восприимчивости на постлиночной стадии во время острой фазы цикла заболевания TSV.

In farm situations, TS often causes high mortality during the first 15 to 40 days of stocking into shrimp ponds. The course of infection may be acute (5–20 days) to chronic (more than 120 days) at the pond and farm level. The disease has three distinct phases that sometimes overlap: acute, transition and chronic. The disease cycle has been characterized in detail in P. vannamei. After the initial infection, the acute phase develops. Clinical signs can occur as early as 7 hours after infection in some individuals and last for about 4–7 days. Infected shrimp display anorexia, lethargy and erratic swimming behavior. They also present opacification of the tail musculature, soft cuticle and, in naturally occurring infection, a red tail due to the expansion of the red chromatophores. Mortality during this phase can be as high as 95%. The acute phase is characterized histologically by multifocal areas of nuclear pyknosis/karyorrhexis and numerous cytoplasmic inclusion bodies in the cuticular epithelium and the subcutis of the general body surface, all appendages, gills, hindgut, esophagus and stomach. The pyknosis and karyorrhexis give a "buckshot" appearance to the tissue and are considered pathognomonic for the disease. In severe infections the antennal gland tubule epithelium, the hematopoietic tissues and the testis are also affected. This occurs mainly in severe infection following injection of viral particles and has not been reported from naturally infected P. vannamei. Shrimp that survive the acute stage enter a transitional stage. Shrimp in the transitional phase show randomly distributed, melanized (brownish/black) lesions within of the cuticle of the cephalothorax and tail region. These foci are the sites of acute lesions which have progressed onto subsequent stages of hemocytic inflammation, cuticular epithelium regeneration and healing and which might be secondarily infected with bacteria. These foci are negative for TSV by in situ hybridization (ISH) using a TSV specific cDNA probe. Histologically, these shrimp present focal active acute lesions and the onset of lymphoid organ spheroids (LOSs) development. By ISH with TSV specific probes, a diffuse positive signal can be observed within the walls of the lymphoid organ of normal appearance with or without focal probe signals within developing LOSs. These shrimp will be lethargic and anorexic, possibly because of the redirection of their energy and metabolic resources toward wound repair and recovery. If the shrimp undergo another successful moult following the transitional phase, they will cast off the melanized lesions and enter the chronic phase. The chronic phase is first seen six days after infection and persist for at least 12 months under experimental conditions. This phase is characterized histologically by the absence of acute lesions and the presence of LOS of successive morphologies. These LOSs are positive by ISH for TSV. A low prevalence of ectopic spheroids can also be observed in some cases. LOSs are not by themselves characteristic of TSV infection and can be found in other viral diseases of shrimp such as lymphoid organ vacuolization virus (LOVV), lymphoid parvo like virus (LPV), lymphoid organ virus (LOV), rhabdovirus of penaeid shrimp (RPS) and yellowhead virus (YHV). Diagnosis of the disease during the chronic phase is problematic, as shrimp do not display any outward signs of the disease and do not show mortality from the infection. Survivors may become carriers for life. Shrimp with chronic TSV infection are not as vigorous as uninfected shrimp, as demonstrated by their inability to tolerate a salinity drop as well as uninfected shrimp. A 2011 study by Laxminath Tumburu looked at the relationship between an environmental stressor (pesticide endosulfan) and Taura syndrome virus (TSV) and their interactions on the susceptibility and molting of marine penaeid shrimp L. vannamei and found the interference of endosulfan associated stress led to increasingly higher susceptibility at postmolt stage during the acute phase of the TSV disease cycle.

Пути передачи

Наиболее вероятным путем передачи ТСВ является каннибализм мертвых инфицированных креветок. Вирус может распространяться с одной фермы на другую чайками и водными насекомыми. Инфекционный ТСВ был обнаружен в фекалиях смеющихся чаек, питавшихся инфицированными креветками во время эпизоотии в Техасе. Контролируемые лабораторные исследования показали, что ТСВ остается инфекционным до одного дня после прохождения через кишечник белопологого цыпленка (Gallus domesticus) и смеющихся чаек. Хотя вертикальная передача предполагается, она не была экспериментально подтверждена. Креветки, пережившие инфекцию ТСВ, являются пожизненными носителями вируса и значительным источником вируса для восприимчивых животных. Выдвинута гипотеза, что ТСВ был занесен в Юго-Восточную Азию с хронически инфицированными креветками, импортированными из Западного полушария. Способность ТСВ оставаться хотя бы частично инфекционным после одного или нескольких циклов заморозки-оттаивания может способствовать его распространению в международной торговле замороженными продуктами. Механизмы, посредством которых инфицированные замороженные креветки могут распространять вирус, включают: переработку креветок на перерабатывающих предприятиях с высвобождением инфекционных жидких отходов, утилизацию твердых отходов на полигонах, где чайки могут заразиться вирусом и затем распространить его, использование креветок в качестве наживки спортивными рыбаками и использование импортированных креветок в качестве свежего корма для других водных видов.

Методы диагностики

Предполагаемый диагноз острой инфекции TSV может быть установлен по наличию мертвых или погибающих креветок в жаберных сетях, используемых для регулярного мониторинга. Хищные птицы привлекаются к зараженным прудам и активно питаются погибающими креветками. Уникальные признаки инфекции, вызываемой TS, такие как кутикулярные меланизированные пятна, могут служить основанием для предварительного диагноза, однако следует проявлять осторожность, так как они могут быть ошибочно приняты за признаки других заболеваний, например, бактериальной болезни панциря. Как правило, патогномонические гистопатологические изменения являются первым шагом к подтверждающему диагнозу. В кутикулярных тканях наблюдаются отдельные очаги пикнотических и кариоректических ядер, а также воспаление. Лимфоидный орган может содержать сфероиды, но в остальном не имеет особенностей. Геном вируса клонирован, и для диагностики доступны cDNA-зонды. Для выявления TSV разработаны методы обратной транскрипционной полимеразной цепной реакции (ОТ-ПЦР), обладающие высокой чувствительностью. Методы в реальном времени позволяют проводить количественную оценку вируса. Система обнаружения TSV IQ2000TM, основанная на методе ОТ-ПЦР, заявлена как имеющая предел обнаружения 10 копий на реакцию. Методы, основанные на РНК, ограничены относительной нестабильностью вирусной РНК. Длительная фиксация в фиксаторе Дэвидсона может привести к деградации РНК из-за кислотного гидролиза, индуцированного фиксатором. Альтернативным методом выявления вируса является использование специфических моноклональных антител (мАТ), направленных против относительно стабильных белков вирусного капсида. Быстрые диагностические тесты с использованием мАТ широко применяются для диагностики вируса синдрома белых пятен и продаются под торговой маркой Shrimple. В настоящее время разрабатываются аналогичные тесты для TSV, вируса желтой головы и вируса инфекционного гиподермального и гематопоэтического некроза.

Методы контроля

Стратегии борьбы с этим заболеванием включают в себя выращивание более устойчивых видов, таких как западная синяя креветка (Penaeus stylirostris), и зарыбление личинками, свободными от специфических патогенов (SPF) или устойчивыми к специфическим патогенам (SPR). Относительно простые лабораторные тесты могут быть использованы для прогнозирования продуктивности отобранных популяций на фермах, где ТСВ является эндемичным. Выведенные в настоящее время устойчивые линии креветок достигли почти полной устойчивости к некоторым вариантам ТСВ, и дальнейшее улучшение за счет селекции на устойчивость к ТСВ ожидается незначительным для этих вариантов. Значительное повышение выживаемости при ТСВ было достигнуто посредством селективного разведения, несмотря на низкую или умеренную наследуемость этого признака. Стратегией управления, используемой для снижения влияния ТС, является зарыбление послеларвальными креветками при повышенной плотности посадки. При использовании этой стратегии фермы испытывают смертность от ТС на ранней стадии производственного цикла, до начала активного кормления, а выжившие креветки становятся устойчивыми к дальнейшему воздействию ТСВ. Другие методы, используемые с ограниченной эффективностью, включают поликультуру креветок с тилапией и поддержание почти оптимальных условий качества воды в прудах для выращивания с уменьшением органической нагрузки. Трансгенные креветки, экспрессирующие антисенсовый белок оболочки ТСВ (TSV CP), продемонстрировали повышенную выживаемость при заражении ТСВ. Общественное мнение о трансгенных животных, а также текущие технические ограничения, ограничивают использование трансгенных животных в качестве средства контроля заболеваний.