Гүлдің тозаң түтікшесінің құрылысы мен өсуі

Кіріспе

Өсімдіктердің аталық гаметаларын аналық гаметаларға жеткізуге арналған түтікшелі құрылым. Апыл түтігі – тұқымдық өсімдіктердің аталық гаметофитінің өскіні кезінде пайда болатын түтікшелі құрылым. Апыл түтігінің өсуі – өсімдік тіршілік циклының маңызды кезеңі. Апыл түтігі, апыл дәнінен – гүлді өсімдіктерде топырақтан, ал кейбір жалаңаш тұқымдыларда тікелей жұмыртқалық тіні арқылы, пистильдің түбіндегі жұмыртқашаларға еркек гаметалық жасушаларды тасымалдауға арналған канал қызметін атқарады. Жүгеріде бұл бір жасуша пистильдің ұзындығын басып өту үшін одан да ұзынға дейін өсе алады. Апыл түтіктерін алғаш рет 19 ғасырда Джованни Баттиста Амичи ашқан. Олар өсімдік жасушаларының қызметін түсіну үшін модель ретінде қолданылады. Ұрықтандыруға жету үшін апыл түтігі клетка сыртынан келетін бағыттау сигналдарына қалай жауап беретінін анықтау мақсатында зерттеулер жалғастырылуда.

Сипаттама

Тұқымдық өсімдіктердің еркек гаметофиттері тозаң түтіктерін жасайды. Тозаң түтіктері еркек жыныс жасушаларын тозаң дәнегінен – гүлді өсімдіктерде топырақтан жұмыртқаға дейін немесе кейбір жалаңаш тұқымдыларда тікелей жұмыртқа тіні арқылы тасымалдауға арналған өзектер ретінде қызмет етеді. Тозаң түтіктері тұқымдық өсімдіктерге ғана тән және олардың құрылымы карбон кезеңінен бері дамиды. Тозаң түтігінің қалыптасуы күрделі, оның механизмі толыққанды түсініксіз, бірақ ғалымдар үшін үлкен қызығушылық тудырады. Апекс аймағында ұш өсу жүреді, ол секреторлық көпіршіктердің бірігуін қажет етеді. Бұл көпіршіктердің ішінде көбінесе пектин және гомогалактуронандар (тозаң түтігінің ұшындағы жасуша қабырғасының құрамы) болады. Апекс аймағындағы пектинде метилэстер болады, олар пектин метилэстераза ферменті метилэстер тобын алып тастамас бұрын кальцийдің пектиндер арасында байланысуына және құрылымдық қолдау беруге мүмкіндік береді. Гомогалактуронандар жасуша қабырғасын жұмсарту үшін экзоцитоз арқылы апекс аймағына жиналады. Бұл ұш қабырғасын қалыңдатып, жұмсартады және кернеудің төмендеуіне әкеледі, бұл жасушаның кеңеюіне және ұш өсуінің артуына мүмкіндік береді. Ұш өсу кезінде кері фонтандық цитоплазмалық ағын жүреді, ол жасушаның кеңеюі үшін маңызды, өйткені ол органеллалар мен көпіршіктерді таған аймағы мен суб-апекс аймағы арасында тасымалдайды. Актин цитоскелеті тозаң түтігінің өсуінде маңызды рөл атқарады, өйткені поляризацияланған жасуша өсуін сақтау үшін тозаң түтігінің әртүрлі аймақтарында актин цитоскелетінің әртүрлі үлгілері болады. Мысалы, таған аймағында бойлық актин кабельдері кері фонтандық цитоплазмалық ағынды реттеу үшін болады. F-актин гомогалактуронандардың толыққанды көпіршіктерінің жиналуын бақылайды, негізінен суб-апекс аймағында ұш өсуін реттейді. Актин талшықтары апикальды мембрана мен цитоплазманың өзара әрекеттесуін бақылайды, ал тозаң түтігі апикальды аймақта өседі. Апикальды мембранадағы F-актин актинмен байланысатын және тозаң түтігінің ұшы үшін маңызды формин деген белокты жасайды. Форминдер ұш өсу жасушаларында экспрессияланады және екі топқа бөлінеді: I және II типті. I типтегі форминдер актин құрылымдарын жасайды және цитокинезде қатысады. II типтегі форминдер, керісінше, ұш өсуі үшін қажетті поляризацияланған жасушалардың өсуіне ықпал етеді. Ұш өсуі – поляризацияланған өсудің ерекше түрі және бұл поляризацияланған процеске актин цитоскелетінің актинмен байланысатын белоктар арқылы ұйымдастырылуы қажет. Бұл ұш өсуі үшін қажетті маңызды белок – актин ұйымдастырушы белок және күріш морфологиясын анықтаушы (RMD) деп аталатын II типті формин белок. RMD тозаң түтігінің ұшында орналасқан және F-актин массивінің полярлылығын және ұйымдастырылуын реттеу арқылы тозаң түтігінің өсуін басқарады.

Pollen tubes are produced by the male gametophytes of seed plants. Pollen tubes act as conduits to transport the male gamete cells from the pollen grain—either from the stigma (in flowering plants) to the ovules at the base of the pistil or directly through ovule tissue in some gymnosperms. Pollen tubes are unique to seed plants and their structures have evolved over their history since the Carboniferous period. Pollen tube formation is complex and the mechanism is not fully understood, but is of great interest to scientists The apex region is where tip growth occurs and requires the fusion of secretory vesicles. There is mostly pectin and homogalacturonans (part of the cell wall at the pollen tube tip) inside these vesicles. The pectin in the apex region contains methylesters which allow for flexibility, before the enzyme pectin methylesterase removes the methylester groups allowing calcium to bind between pectins and give structural support. The homogalacturonans accumulate in the apex region via exocytosis in order to loosen the cell wall. A thicker and softer tip wall with a lower stress yield will form and this allows cell expansion to occur, which leads to an increase in tip growth. Reverse fountain cytoplasmic streaming occurs during the tip growth which is essential for the cellular expansion, because it is transporting organelles and vesicles between the shank region and subapex region. The actin cytoskeleton is an important factor in pollen tube growth, because there are different patterns of actin cytoskeleton within the different regions of the pollen tube for the maintenance of polarized cell growth. For instance, there are longitudinal actin cables in the shank region in order to regulate reverse fountain cytoplasmic streaming. The F actin controls the accumulation of the homogalacturonans full vesicles essentially mediating tip growth in the subapex region. The actin filaments controls the apical membrane and cytoplasm interactions while the pollen tube is growing in the apex region. The F actin from the apical membrane makes an actin binding protein called formin which is essential for pollen tube tip growth. Formins are expressed in the tip growth cells and are divided into two subgroups: type I and type II. The type I formins make the actin structures and partake in cytokinesis. The type II formins on the other hand contribute to the growth of polarized cells which is necessary for tip growth. Tip growth is a form of extreme polarized growth and this polarized process requires actin binding protein mediated organization of actin cytoskeleton. An essential protein required for this tip growth is the actin organizing protein and type II formin protein called Rice Morphology Determinant (RMD). RMD is localized in the tip of the pollen tube and controls pollen tube growth by regulating the polarity and organization of F actin array.

АЭҚ-ның өнімі өскіннің өсуіне ықпал етеді

РМД тозаңның өніп-өсуін және тозаң түтігінің өсуін күшейтеді, және бұл көптеген тәжірибелер арқылы дәлелденген. Бірінші тәжірибеде rmd 1 мутантының (қызмет атқара алмайтын РМД-сы бар күріш өсімдігі) және жабайы типтегі күріш өсімдігінің (қызмет атқаратын РМД-сы бар) аналық гүлдің торабы мен мойынының ерекшеліктері салыстырылды. rmd 1 мутанттарында аналық гүлдің торабы мен мойны жабайы типке қарағанда қысқа болды. Бұл тәжірибе RMD-нің тозаңның дамуы үшін өте маңызды екенін көрсетті. Жабайы типтегі күріш өсімдіктерінде өніп-өсу жылдамдығы жоғарыласа, rmd 1 мутанттарында төмендеді. Бұл екеуінің де сұйық ортада өсірілуі кезінде байқалды. Өніп-өсу жылдамдығын тексергеннен кейін, екі өсімдіктің тозаң түтіктерінің ұзындығы мен ені салыстырылды. Жабайы типтегі өсімдіктердің тозаң түтіктері мутанттарға қарағанда ұзын болды, бірақ мутанттардың түтіктері ені жағынан үлкен болды. Мутанттардың тозаң түтігінің енінің артуы поляризацияланған жасушалардың өсуінің және ұшқыш өсудің төмендеуін көрсетеді. Содан кейін, жабайы тип пен мутанттардың тозаңдану белсенділігін салыстыру үшін екі түрдің тозаңдары жиналды. Мутанттарда белсенділік төмендеп, тіндерге енуі шектеулі болды, ал жабайы типте белсенділік артып, мойын арқылы аналық гүлдің төменгі бөлігіне дейін енуі жеңілдеді. Бұл байқаулар rmd 1 мутанттарында тозаң түтігінің өсуінің кешігуін көрсетті. Сонымен қатар, жабайы тип пен мутанттың арасындағы ұрықтандыру деңгейінде айырмашылық байқалған жоқ, бұл екі түрдің тұқым байлау деңгейін өлшеу арқылы тексерілді. Екі түрдің де тұқым байлау жылдамдығы бірдей болды. Демек, RMD ұрықтандыруға әсер етпейді және тек ұшқыш өсуге ғана әсер етеді. RMD мутант түтіктерінің таған аймағында флуоресценция қарқындылығы жоғары болды, яғни бұл аймақта F-актиннің тығыздығы жоғары болды. Алайда, RMD мутант түтіктерінің ұшындағы аймақта F-актиннің тығыздығы жабайы типтегі түтіктерге қарағанда төмен болды. Бұл F-актиннің таралу үлгісінің қызмет атқара алмайтын RMD болғанда өзгеретінін көрсетеді. Актин талшықтарының бағытталғандығын анықтау үшін, актин талшықтары мен тозаң түтігінің өсу осі арасындағы бұрыштар өлшенді. Жабайы типтегі тозаң түтіктерінің таған аймағындағы бұрыштар көбінесе 20° төмен болды, ал rmd мутант тозаң түтіктеріндегі бұрыштар 60° жоғары болды. Бұл нәтижелер RMD-нің бағытталған ұшқыш өсу үшін маңызды екенін растайды, өйткені rmd мутант тозаң түтіктері (қызмет атқара алмайтын RMD-сы бар) ені ұлғайып, ұшқыш өсуі төмендеді. Сондай-ақ, тозаң түтігінің ішіндегі бағытталғандықты тексеру үшін, өсіп жатқан тозаң түтігінің ұшынан таған аймағына дейінгі F-актин талшықтарының ең үлкен ұзындығы өлшенді. F-актин талшықтарының ең үлкен ұзындығы RMD мутант тозаң түтіктерінде жабайы типтегі түтіктерге қарағанда қысқа болды. Сондықтан, осы нәтижелер актин талшықтарының дұрыс ұйымдастырылуы және түтіктің ұшындағы F-актиннің қалыпты тығыздығы тек RMD болғанда ғана мүмкін екенін көрсетеді.

RMD promotes pollen germination and pollen tube growth, and this is proven through numerous experiments. The first experiment compares the features of the pistil and the stigma of rmd 1 mutant (rice plant without a functional RMD) and the wild type rice plant (with a functional RMD). The anther and pistil were shorter in the rmd 1 mutants than the wild type. This experiment showed that RMD is critical for pollen development. Wild type rice plants have increased germination rates while rmd 1 mutants have decreased germination rates. This was seen when both were germinated in a liquid germination medium. After the germination rates were tested, there was a comparison of the lengths and widths of the pollen tubes between the two plants. The pollen tubes of the wild type plants had a greater pollen tube length than the mutants, but the mutants had a greater tube width. This greater pollen tube width within the mutants indicates the decrease in the growth of polarized cells and thus decrease in tip growth. Next, pollen grains from the wild type and mutants were collected to compare the pollination activities between the wild types and mutants. There was decreased activity and minimal penetration within the mutants whereas an increased activity and penetration through the style and to the bottom of the pistils within the wild types. These observations indicated the delayed pollen tube growth in the rmd 1 mutants. Additionally, there was no effect on fertilization rates between the wild type and the mutant and this was tested by measuring the seed setting rates between the wild type and mutant. It was found that both had similar seed setting rates. Therefore, RMD does not affect fertilization and has an effect only on tip growth. There was greater fluorescence intensity in the shank region of the rmd mutant tubes which means there was a higher density of F actin within this region. But, there was a lower density of F actin observed in the tip region of the rmd mutant tubes compared to the wild type tubes. This demonstrates that the F actin distribution pattern of pollen tubes is altered without a functional RMD. In order to determine the polarity of the actin cables, the angles between the actin cables and elongation axis of the pollen tube were measured. The angles in the shank region of the wild type pollen tubes were predominantly less than 20° whereas the angles for the rmd mutant pollen tubes were greater than 60°. These results support the fact that RMD is essential for polarized tip growth, because the rmd mutant pollen tubes (without a functional RMD) exhibited an increased width, and thus a decrease in tip growth. The maximum length of the single cables of F actin filaments from the apical to the shank region of elongating pollen tubes were also measured to test the polarity within the pollen tube. The maximum length of the F actin cables were shorter in the rmd mutant pollen tubes compared to those in the wild type tubes. Therefore, these combined results support that the proper organization of actin cables as well as normal F actin densities within the tip of the tube can only be achieved if RMD is present.